Detección de Actinobacillus pleuropneumoniae en muestras de hisopados orales durante un brote de pleuroneumonía contagiosa

Actinobacillus pleuropneumoniae (App) es el agente causal de la pleuroneumonía contagiosa porcina (PCP). Es considerado un colonizador tardío del tracto respiratorio superior del cerdo. La detección del agente mediante bacteriología y PCR ha sido descripta en animales infectados experimentalmente a partir de muestras de fluidos orales (Costa et al., 2012) en donde se ha cuestionado la baja sensibilidad en la detección del agente en ese tipo de muestras. El uso de fluidos orales ha sido descripto también en la detección del virus del síndrome reproductivo respiratorio porcino (PRRS) y Circovirus Porcino tipo 2 en condiciones experimentales y a campo (Prickett et al., 2008a; 2008b), sin embargo el uso a campo para la detección de App no ha sido informado previamente. El objetivo del presente trabajo es informar acerca de la detección de App mediante PCR y LAMP a partir de hisopados orales en lechones.

 

Se trabajó en una granja de 730 madres aproximadamente, múltiple sitio. La sospecha de la PCP comenzó con la observación de signos clínicos y muerte súbita en animales entre 9 y 18 semanas de edad. Al momento de la visita, antes de comenzar con la aplicación de medidas de control, se realizó hisopado nasal de reproductores y animales mayores de 8 semanas de edad con el fin de realizar un perfil de PCR. Por la simple razón de que en animales de 4 y 6 semanas de edad los hisopos con los que se disponía en ese momento no podían ser introducidos en el orificio nasal de los lechones se decidió hisopar la cavidad oral (profundamente) de 10 animales de cada faja etaria (4 y 6 semanas de edad).

El ADN de los hisopados nasales y orales fue extraído con kit comercial (DNAzol, Invitrogen) siguiendo las instrucciones del fabricante y el mismo fue sometido a la PCR anidada (nPCR) para la detección de un fragmento del gen ApxIV (Schaller et al., 2001) y a la amplificación isotérmica (LAMP) de un fragmento del mismo gen descripta por Yang et al. (2009).

 

En los animales de 4 semanas no se detectó ningún animal positivo (0%) por nPCR y uno fue positivo a LAMP (1/10- 10%); mientras que a las 6 semanas hubo 2/10 animales (20%) nPCR positivos y 5/10 (50%) LAMP positivos.

 

La detección de App a partir de muestras de hisopado oral profundo fue posible a pesar de la baja sensibilidad del uso de fluidos orales que ha sido previamente sugerida (Costa et al., 2012) y a pesar de la presencia de posibles factores inhibidores de la PCR presentes en la placa dental. Los resultados son coherentes con los obtenidos en muestras de hisopados nasales de animales de otras edades muestreados en el mismo momento en donde hubo resultados positivos (datos no mostrados). Si bien no se realizó un estudio longitudinal y asumiendo que el aparato respiratorio de los lechones es colonizado por App a las 2 semanas de edad aproximadamente, fue posible detectarlo 2 y 4 semanas después (a las 4 y 6 semanas de edad).

Este periodo es mayor al observado por Costa et al., (2012) quienes, en infecciones experimentales, detectaron al agente hasta 1 semana postinoculación. Esto puede deberse al hecho de que al tratarse de un brote, la presencia de una mayor cantidad de bacterias y una mayor diseminación y circulación de las mismas hagan posible su detección. Asumiendo que la colonización se realiza a las 2 semanas de edad y que las tonsilas son el principal sitio de colonización del agente sería probable detectarlo en cavidad oral a partir de esa edad. Sin embargo ha sido sugerido que el App coloniza primero las criptas de las tonsilas, quedando poca cantidad del microorganismo en la superficie de las mismas. Si bien en el contexto global del brote de PCP que da origen al presente informe de caso la detección del App por nPCR y LAMP es coherente con la dinámica del agente en dicho escenario creemos que estudios más detallados son necesarios para confirmar el uso de este tipo de muestras para la detección de App a campo.

 

Costa, G. et al. 2012. J Swine Health Prod. 20 (2) 78-81. Prickett, JR. et al. 2008a. J Vet Diagn Invest. 20: 156-163. Prickett JR. et al. 2008b. J Swine Health Prod. 16: 86-91. Schaller A. et al. 2001. Vet Microbiol 79: 47-62. Yang W. et al. 2009. FEMS Microbiol Lett. 300(1):83-89.