El control de la enfermedad de Glässer es la gestión sanitaria integral frente a Glaesserella parasuis en granjas porcinas. Su prevención y control se implementan mediante vacunación materna, minimización del estrés térmico y metafilaxia guiada por antibiogramas, manteniendo umbrales de ventilación constante y temperatura de 24 °C, lo que previene la poliserositis fibrinosa y optimiza la ganancia diaria de peso [9].
- Desafío Técnico y Causa Primaria: La enfermedad de Glässer por Glaesserella parasuis causa poliserositis, artritis y alta mortandad en lechones de recría durante el destete.
- Impacto Cuantitativo: Disminución del 18% al 35% en la ganancia diaria de peso, incremento de mortandad hasta el 15% en baterías y tasa de decomisos en matadero superior al 8% por pleuritis exudativa.
- Protocolo de Intervención Verificado: Diagnóstico por PCR multiplex (genes vtaA), tratamiento de emergencia con ceftiofur (3,0 mg/kg/IM) o amoxicilina en agua (20 mg/kg/8 días) e inmunización de cerdas a las 5 y 3 semanas preparto.
La colonización temprana de Glaesserella parasuis en las vías respiratorias superiores induce bacteriemia sistémica con tasas de morbilidad del 15% al 45% en lechones de recría [9].
Glaesserella parasuis, previamente clasificada como Haemophilus parasuis, es un cocobacilo Gram-negativo pleomórfico dependiente del factor V (dinucleótido de nicotinamida y adenina) para su desarrollo in vitro [14].
Esta bacteria coloniza de forma comensal las cavidades nasales de los cerdos desde los primeros días de vida. Sin embargo, existe una marcada variación en su virulencia asociada a factores genéticos y de superficie, destacando las autotransportadoras de dominio trimérico (vtaA) y las proteínas de membrana externa [14]. Se han identificado hasta la fecha 15 serotipos inmunológicos distintos; los serotipos 1, 4, 5, 12 y 13 están catalogados como altamente virulentos y causantes de muerte súbita y poliserositis aguda en animales no inmunizados [9].
La invasión endotelial por G. parasuis desencadena vasculitis, aumento de permeabilidad vascular y depósito masivo de fibrina en cavidades serosas durante las primeras 48 horas post-infección [9].
| Etapa Patogénica | Mecanismo Fisiológico | Impacto Clínico | Cita Técnica |
|---|---|---|---|
| Colonización Nasal | Adhesión a epitelio ciliado mediada por fimbrias y proteínas vtaA. | Portación asintomática en lechones lactantes. | [14] |
| Invasión Vascular | Translocación a través de la barrera mucosa y resistencia a fagocitosis. | Infección sistémica y bacteriemia febril. | [9] |
| Respuesta Inflamatoria | Liberación de citoquinas proinflamatorias (TNF-α, IL-1β, IL-6). | Vasculitis generalizada y daño endotelial. | [12] |
| Exudación Fibrinosa | Salida de fibrinógeno y formación de exudado fibrinoso en serosas. | Poliserositis, pleuritis y artritis purulenta. | [15] |

Los síntomas característicos de la enfermedad de Glässer incluyen fiebre sobre los 40,5 °C, claudicación severa, disnea abdominal y temblores musculares en lechones entre 4 y 10 semanas de vida [15].
En cuadros hiperagudos, la bacteria provoca septicemia fulminante y muerte súbita en menos de 12 horas sin sintomatología respiratoria previa [11].
Los animales clínicamente afectados presentan una postura encorvada, erizamiento del pelo, apatía profunda y anorexia total [15]. La temperatura corporal se eleva rápidamente alcanzando rangos de 40,5 °C a 41,8 °C. La respiración se vuelve acelerada y superficial, progresando hacia un patrón puramente abdominal (thumping) a medida que el exudado fibrinoso restringe la expansión pulmonar en la cavidad torácica [15].
La fijación del exudado fibrinoso en las articulaciones carpo-tarsianas y el líquido cefalorraquídeo genera cojeras con dolor agudo e incoordinación motora grave [15].

El diagnóstico anatomopatológico confirmatorio exige la presencia de poliserositis fibrinopurulenta caracterizada por pericarditis, pleuritis y peritonitis en la necropsia [20].
A la apertura de la cavidad torácica, se observan adherencias pleuropericárdicas con fibrina amarillo-amarillenta en galletas espesas cubriendo los lóbulos pulmonares [15].
El peritoneo suele presentar depósitos de fibrina que adhieren las asas intestinales entre sí y al bazo. Microscópicamente, se evidencia vasculitis necrotizante con trombosis fibrinoide en pequeños vasos e infiltración masiva de neutrófilos segmentados en el espacio subaracnoideo y membranas sinoviales [20].
El diagnóstico diferencial molecular mediante PCR multiplex resulta obligatorio debido a la superposición sintomática con Mycoplasma hyorhinis y Streptococcus suis en salas de transición [10].
"Muchas veces vemos poliserositis y decimos es Glässer... Bueno, Mycoplasma hyorhinis da lesiones similares, no digo iguales, pero similares. Entonces tenemos que meterlo dentro del diagnóstico diferencial de este complejo. Cuando tenemos una infección combinada de dos bacterias tan distintas como un micoplasma y un hemófilo, no podemos pensar que con el mismo antibiótico vamos a controlar eficientemente las dos." — Javier Uriarte, Especialista en Sanidad Porcina [10]

La intervención antimicrobiana temprana mediante ceftiofur inyectable a 3,0 mg/kg o amoxicilina soluble a 20 mg/kg reduce la mortalidad aguda a menos del 2% en granja [12].
La aplicación parenteral de ceftiofur de depósito o enrofloxacina combinada con dexametasona detiene la tormenta inflamatoria meníngea y articular en cerdos clínicamente afectados [12].
"Lo primero es un tratamiento de emergencia con ceftiofur o enrofloxacina intramuscular, y en algunos casos los veterinarios deciden utilizar dexametasona. Esto se aplica a cerdos clínicamente afectados. Luego, se debe considerar aplicar un tratamiento en el agua o alimento con amoxicilina o penicilina a los grupos afectados." — Dra. Maria José Clavijo, Investigadora Porcina [12]
| Fármaco Antimicrobiano | Vía y Dosificación | Período de Tratamiento | Eficacia In Vitro | Referencia |
|---|---|---|---|---|
| Ceftiofur Clorhidrato | 3,0 mg/kg IM | 3 días consecutivos | Sensibilidad > 95% | [19] |
| Amoxicilina Trihidrato | 20 mg/kg Oral / Agua | 8 días continuos | Sensibilidad > 90% | [33] |
| Enrofloxacina | 2,5 mg/kg IM | 3 días consecutivos | Resistencia variable | [19] |
| Tilmicosina | 200 ppm en alimento | 15 días continuos | Prevención de brotes | [11] |
La administración oral de amoxicilina al 50% a dosis de 20 mg/kg durante 8 días en agua asegura la ingesta del bactericida en animales febriles [33].
Dado que los animales enfermos mantienen la ingesta de agua pero rechazan el alimento, la vía hídrica representa la única alternativa metafiláctica efectiva para controlar la diseminación horizontal en el corral. Se recomienda el uso complementario de antipiréticos solubles como paracetamol o dipirona para restaurar rápidamente la vitalidad y el consumo [33].

La fase de recría entre los 28 y 60 días de vida concentra el 85% de los brotes clínicos debido a la caída de los anticuerpos maternales calostrales [18].
Las oscilaciones térmicas superiores a 4 °C en 24 horas y el exceso de amoniaco por encima de 15 ppm paralizan el sistema mucociliar respiratorio del lechón [31].
El momento del destete somete al lechón a un estrés multifactórial: mezcla de camadas, cambio de dieta líquida a sólida, transporte y reordenamiento de jerarquías sociales. Este choque fisiológico deprime la respuesta inmune celular y permite que las cepas virulentas colonizadoras de la mucosa nasal invadan el torrente circulatorio [18].
La implementación de una matriz de 10 Puntos Críticos de Control (PCC) reduce la incidencia de poliserositis en un 70% durante la fase de transición [31].
| PCC | Etapa / Punto Crítico | Riesgo Sanitario | Medida Correctiva Operativa | Referencia |
|---|---|---|---|---|
| PCC1 | Calostrado Temprano | Baja inmunidad pasiva | Garantizar 250 g de calostro por lechón en primeras 12 horas. | [28] |
| PCC2 | Edad al Destete | Inmunidad heterogénea | Destetar con mínimo 21 días de edad y 6,0 kg de peso vivo. | [32] |
| PCC3 | Temperatura de Recepción | Estrés térmico frío | Mantener sala de destete a 26 °C con piso seco al ingreso. | [31] |
| PCC4 | Calidad del Aire | Parálisis mucociliar | Mantener amoniaco < 10 ppm y CO2 < 1.500 ppm mediante extracción. | [33] |
| PCC5 | Flujo de Agua de Bebida | Deshidratación febril | Calibrar bebederos a 1.400 ml/minuto (1 chupón por 10 cerdos). | [33] |
| PCC6 | Densidad de Alojamiento | Aumento de presión infectiva | Proporcionar al menos 0,30 m² por lechón en la sala de recría. | [31] |
| PCC7 | Mezcla de Camadas | Estrés por dominancia | Agrupar por tamaño al destete evitando remezclas posteriores. | [23] |
| PCC8 | Vacío Sanitario Estricto | Contaminación cruzada | Aplicar protocolo Lavado-Detergente-Desinfectante y secado. | [23] |
| PCC9 | Inyección Precoz de Fármacos | Interferencia inmunológica | Evitar antibióticos de larga acción antes de los 14 días de vida. | [12] |
| PCC10 | Manejo de Enfermería | Animales reservorio | Aislar lechones deprimidos a corral enfermería con calefacción. | [23] |
La inmunización activa de cerdas reproductoras en el preparto incrementa los títulos de anticuerpos en calostro y protege a la camada hasta las 6 semanas de edad [22].
La aplicación de vacunas bacterianas entre las semanas 5 y 3 preparto maximiza la concentración de IgG en la secreción láctea maternal [12].
La vacunación materna es la herramienta preventiva más costo-efectiva en sistemas donde el brote ocurre durante las primeras semanas post-destete. Los anticuerpos específicos transferidos por el calostro no solo previenen la invasión sistémica y el desarrollo de poliserositis, sino que modulan la microbiota nasal del lechón, reduciendo la prevalencia de cepas virulentas en la cavidad oral [22].
La heterogeneidad de los 15 serotipos de G. parasuis exige la tipificación molecular previa para elegir entre bacterinas comerciales o autovacunas de granja [8].
"Las vacunas contra Glässer son efectivas, pero no hay buena inmunidad cruzada entre serotipos. Si tenemos la suerte de que la vacuna comercial contiene los serotipos de la granja, va a andar muy bien. Eventualmente, las vacunas autógenas pueden ser una buena opción cuando no hay protección cruzada." — Dr. Javier Sarradell, Catedrático e Investigador Porcino [8]

Q: ¿Cuál es el tratamiento para la enfermedad de Glässer? A: El tratamiento efectivo requiere ceftiofur inyectable a 3,0 mg/kg o enrofloxacina para casos agudos, acompañado de amoxicilina soluble a 20 mg/kg en el agua de bebida para el lote afectado [12].
Q: ¿Cuál es la causa de la enfermedad de Aujeszky? A: La enfermedad de Aujeszky o pseudorrabia es causada por el Alphaherpesvirus porcino 1, un virus DNA neurotrópico que genera cuadros respiratorios, reproductivos y neurológicos graves en la piara [13].
Q: ¿Cómo se cura la erisipela porcina? A: La erisipela porcina provocada por Erysipelothrix rhusiopathiae se cura eficazmente mediante la administración parenteral de penicilina G procainica a dosis de 11.000 a 22.000 UI/kg durante 3 a 5 días consecutivos [19].
Q: ¿Cuál es el mejor antibiótico para la neumonía en cerdos? A: El mejor antibiótico depende del patógeno primario aislado; sin embargo, el florfenicol (15 mg/kg), la tulatromicina (2,5 mg/kg) y el ceftiofur muestran la mayor eficacia frente al Complejo Respiratorio Porcino [10].
Q: ¿Cómo influye el micoplasma en la severidad de la enfermedad de Glässer? A: Mycoplasma hyopneumoniae y M. hyorhinis alteran el aparato mucociliar y modulan citoquinas, incrementando drásticamente la virulencia y capacidad invasiva de Glaesserella parasuis en el pulmón [27].
Este artículo fue construido utilizando exclusivamente conocimiento empírico validado de la comunidad de expertos:
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Javier Sarradell: Eficacia Vacunal Glässer y Streptococcus suis
Jhonatan Fernel Reyes: Enfermedad de Glässer: Etiología y Patogenia en Porcinos
Javier Uriarte: Mycoplasma hyorhinis: Lesiones y diagnóstico diferencial
Norma Pereyra; Picatto, G; Cane, V; Fernando Cane: Enfermedad de Glässer: Causas, Síntomas y Tratamiento en Cerdos
Dra. Maria José Clavijo: Tratamiento de emergencia en cerdos
Luis Angel Medina Carlos: Enfermedades Secundarias del Complejo Respiratorio Porcino
Virginia Aragón: Diagnóstico y control de la enfermedad de Glässer en cerdos
Francisco Rosales Espinoza: Signos y Lesiones de Haemophilus parasuis (Glässer)
Ramiro Erazo: Patologías clave en lechones: respiratorias y gastrointestinales
DMV. Bosco Quintero: Haemophilus parasuis y Enfermedad de Glasser
Javier Ortiz Rodriguez: Factores de riesgo de Haemophilus parasuis en cerdos
López A.G., Guzman N., Zavaleta M., Huerta A., y Galvan E.P.: Resistencia de H. parasuis a antimicrobianos en cerdos
Dr. Javier Cappuccio: Diagnóstico de enfermedades sistémicas en recría porcina
S. C. Kang, B. J. Kim, I. S. Oh, J. K. Song, S. Shin, H. Kim: Actinobacillus suis Septicemia in Growing Pigs: Diagnosis & Treatment
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