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XXXVII Convención Nacional ANECA 2012

La etoxiquina modifica los efectos bioquímicos e histopatológicos de la intoxicación crónica por aflatoxinas en gallinas de postura

Publicado el: 23/10/2012
Autor/es:
Resumen

Se evaluó la capacidad de etoxiquina para prevenir el efecto tóxico de las aflatoxinas sobre parámetros bioquímicos e histopatológicos en gallinas de postura. Las aves consumieron aflatoxinas (0.00, 0.50, 1.00 y 1.50 mg/kg) con y sin etoxiquina (500 mg/kg de alimento). Se sacrificaron aves a las 0, 14, 20, 46 y 72 semanas de intoxicación. El consumo crónico de aflatoxinas produjo cambios morfológicos y bioquímicos significativos (P<0.05) en hígado y  riñones, como disminución de la concentración de proteínas totales y glutatión reducido; cambio de la actividad enzimática de las transferasas de glutatión y gamma glutamiltranspeptidasa. La etoxiquina fue aceptada por las aves y no alteró por si sola la morfología del hígado y riñones. El uso de etoxiquina mitigó los cambios bioquímicos inducidos por las aflatoxinas en las variables evaluadas, lo cual sugiere la existencia de un efecto quimioprotector c contra el efecto tóxico de las aflatoxinas.
Palabras clave: aflatoxicosis, hepatoxicidad, nefrotoxicidad, quimioprotectores, avicultura.

INTRODUCCIÓN

Las micotoxinas producen un fuerte impacto en la salud humana y animal y se estima que las mismas ocasionan importantes pérdidas económicas valuadas en millones de dólares. En la industria avícola, las aflatoxinas representan un serio problema ya que frecuentemente se les ha relacionado con la contaminación de los alimentos debido a sus propiedades tóxicas y carcinogénicas. Los efectos tóxicos más importantes que éstas producen en las aves es la mortalidad cuando se consumen niveles muy altos, pero cuando los niveles van de moderados a bajos y de manera crónica, ocasionan una reducción de la productividad debido al daño producido principalmente a nivel hepático, renal e inmunológico (11). 

En gallinas de postura, se ha demostrado que las aflatoxinas inducen una disminución de la cantidad y calidad en el huevo producido (31), y aunque el organismo del animal logra inactivar una buena parte de la aflatoxina incluida en los granos, cuando las dosis de éstas son altas, los niveles de contaminación en el huevo rebasan los límites de detección y los límites máximos de tolerancia (43). Durante los últimos años, varias investigaciones se han centrado en componentes no nutricionales contenidos en la dieta (7, 13, 35) que ayuden a prevenir, disminuir o inactivar el efecto de las aflatoxinas. Se ha demostrado que la quimioprotección puede prevenir, inhibir o revertir el efecto patológico ocasionado por algunos agentes tóxicos, como es el caso de las aflatoxinas (22). La etoxiquina es un compuesto sintético empleado para proteger sustancias lipídicas y preservar carotenos y vitaminas A y E, además previene la combustión espontánea de productos almacenados al inhibir el calor producido por la oxidación de lípidos (3, 40). En la avicultura se usa para inhibir la oxidación de lípidos y compuestos liposolubles en el alimento y así mejorar la estabilidad de la grasa y proteínas en el pollo de engorda (26); la prevención de la oxidación de compuestos nutricionales se vuelve importante para que exista un crecimiento y  desarrollo óptimos, ya que el incremento del consumo de peróxidos puede causar una disminución de crecimiento y un efecto negativo en la eficiencia alimenticia (40). Con base en lo anterior, se ha planteado que el uso de agentes quimioprotectores, como la etoxiquina, adicionados en la dieta puede prevenir o atenuar los efectos tóxicos sobre los parámetros bioquímicos y patológicos ocasionados por la intoxicación crónica alimentaria con aflatoxinas.

 

MATERIALES Y MÉTODOS

Se adquirieron 240 gallinas de postura Hy- Line W36 de un día de edad, con semejanza de peso corporal (media ± 5.0 %) y ausencia de defectos morfológicos. Las aves fueron criadas bajo procedimientos zootécnicos estándar (16); el agua y alimento fueron suministrados ad libitum desde el primer día hasta la semana 85 de edad. Para la etapa de crianza las aves fueron alojadas en jaulas en batería con calefacción manual y para la etapa de desarrollo y producción se utilizaron jaulas invertidas en pirámide de dos pisos. El manejo de las aves y de las instalaciones fueron mantenidas dentro de las recomendaciones de la Federation of Animal Science Societies (5). La dieta base fue  elaborada de acuerdo a los requerimientos nutricionales señalados por la National Research Council (27), no se añadieron coccidiostatos, antibióticos ni promotores del crecimiento. 

Las aflatoxinas se obtuvieron mediante la contaminación de maíz con utilizando dos cepas toxicogénicas de Aspergillus flavus (39). La dieta base y el maíz contaminado se analizaron mediante cromatografía líquida de alta resolución para cuantificar la concentración de micotoxinas de acuerdo al método señalado por la AOAC (método 990.33) (34).

Las aves fueron anestesiadas (25 mg/kg de pc de pentobarbital sódico vía IV) hasta que alcanzaron un plano quirúrgico para luego realizar una perfusión in situ. El hígado y los riñones fueron pesados, además se obtuvieron muestras de ambos órganos y se conservaron en una solución fijadora (formalina neutra al 10%) hasta que se les realizó la técnica histológica con hematoxilina y eosina (28). También se obtuvieron muestras de dichos órganos para cuantificar la concentración de glutatión reducido (14), para determinar la actividad enzimática de las transferasas de glutatión (10) y de gamma glutamiltranspeptidasa (4, 17). 

Se utilizó un diseño experimental completamente al azar con un análisis estadístico con arreglo factorial de tratamientos (36), comparando dos niveles del quimioprotector (0.00 y 500 mg/kg de alimento) contra cuatro niveles de aflatoxinas (0.00, 0.50, 1.00 y 1.50 mg/kg de alimento). Para la evaluación de los parámetros bioquímicos y patológicos se realizaron cinco muestreos que correspondientes a un día de edad (día cero), 27 semanas de edad (14 semanas de intoxicación), 31 semanas de edad (20 semanas de intoxicación), 59 semanas de edad (46 semanas de intoxicación) y 85 semanas de edad (72 semanas de intoxicación) de las gallinas. La comparación de medias de los tratamientos se realizó por medio de la prueba protegida de Fischer, considerando un nivel de probabilidad P < 0.05. Los datos de todas las variables fueron sometidos a un análisis de varianza mediante el procedimiento para modelos lineares generales del software Statistical Analysis System (33).


RESULTADOS

En el análisis microscópico del hígado y riñón de las gallinas que no consumieron aflatoxinas, mostró un arreglo estructural característico de ambos órganos. Con la metodología utilizada, no se detectaron diferencias en el grado de daño a la estructura celular atribuible a las diferentes dosis de las aflatoxinas ni tampoco al empleo del quimioprotector combinado con las mismas. La principal alteración en el caso del hígado fue la degeneración grasa microvesicular y macrovesicular, focos necróticos en hígado y riñón de las gallinas intoxicadas, focos de infiltración linfocitaria y amiloidosis en la periferia de vasos sanguíneos y en el espacio perisinusoidal. En el caso del riñón, también se observaron focos de infiltración linfocitaria entre los glomérulos y túbulos renales así como amiloidosis en vasos sanguíneos en el área mesangial de los glomérulos y alrededor de los túbulos.

En las aves intoxicadas con aflatoxinas se observó un descenso en la concentración de glutatión reducido hepático, principalmente en las dosis más elevadas y al final de la fase experimental (Figura No. 1).

FIGURA No. 1. Efecto del tratamiento con aflatoxinas y etoxiquina sobre la concentración de glutatión reducido en hígado y riñón. Los asteriscos (**) indican diferencias significativas (P<0.01) a la prueba de rango de amplitud múltiple de Duncan

En lo que respecta al glutatión reducido renal, todos los grupos de tratamiento mostraron un descenso en la semana 72 de intoxicación; aunque las aves intoxicadas y tratadas con etoxiquina tuvieron una concentración de
glutatión reducido similar al del grupo control, hubo diferencias significativas (P<0.01) en la semana 46 de intoxicación. En cuanto a las transferasas de glutatión durante las primeras 20 semanas de tratamiento, se produjo una actividad enzimática irregular en hígado y riñón, pero posteriormente se observó una estabilización de los efectos de las aflatoxinas y de etoxiquina destacando una disminución significativa (P<0.01) en las semanas 46 y 72 de intoxicación (Figura No. 2).

FIGURA No. 2. Efecto del tratamiento con aflatoxinas y etoxiquina sobre la actividad de las transferasas de glutatión en hígado y riñón. Los asteriscos (**) indican diferencias significativas (P<0.01) a la prueba de rango de amplitud múltiple de Duncan

La actividad de las transferasas de glutatión hepáticas de las aves intoxicadas disminuyó significativamente (P<0.01) al final del estudio en las dosis más elevadas de aflatoxinas con referencia al grupo control. Sin embargo, el incremento de la actividad enzimático producido en las dosis más baja, entre las semanas 46 y 72, coincide con la depleción de glutatión reducido en este mismo órgano durante el mismo periodo. Este mismo efecto se observó en el caso de la actividad de las transferasas de glutatión a nivel de riñón, aunque hubo una actividad más elevada que el grupo control.

La actividad de la gamma glutamiltranspeptidasa en hígado se incrementó significativamente (P<0.01) en las gallinas intoxicadas con las dosis elevadas (1.0 y 1.5 mg/kg) durante la semana 20 de intoxicación y con referencia a las gallinas control (0.0 mg/kg). Con el transcurso del tiempo, la actividad fue descendiendo significativamente (P<0.01) hasta el final del estudio en las gallinas que recibieron las tres dosis de aflatoxinas (Figura No. 3).

FIGURA No. 3. Efecto del tratamiento con aflatoxinas y etoxiquina sobre la actividad de gamma glutamiltranspeptidasa en hígado y riñón. Los asteriscos (**) indican diferencias significativas (P<0.01) a la prueba de rango de amplitud múltiple de Duncan

La actividad de la enzima mostró una tendencia más estable durante toda la fase experimental en el grupo etoxiquina con algunas variaciones significativas (P<0.01). A diferencia de lo ocurrido en hígado, la actividad de la enzima en riñón fue menor y con un comportamiento regular durante toda la fase experimental con algunas variaciones significativas (P<0.01), principalmente durante las primeras 20 semanas de intoxicación.


DISCUSIÓN

La degeneración grasa en hígado que se observó en los grupos intoxicados con aflatoxinas en este estudio, se debe a que éste es el principal órgano en el cual se lleva a cabo la síntesis de ácidos grasos (1, 6, 38). Se ha indicado que el consumo de aflatoxina B1 produce daño en los genes que sintetizan enzimas que metabolizan ácidos grasos, ocasionando una disminución en la actividad de las mismas y en el transporte de lípidos, originando un aumento en la concentración de lípidos y el peso relativo del hígado (30, 37, 42), ocurriendo principalmente en exposiciones crónicas (15). La presencia de células inflamatorias en áreas dañadas del hígado y riñón, específicamente en zonas perivasculares, debido al consumo de aflatoxinas, es una respuesta inflamatoria que puede estar involucrada en un proceso regenerativo de células parenquimatosas y no parenquimatosas, espectivamente (18, 21); mientras que la amiloidosis también se ha indicado que se produce como una respuesta secundaria a enfermedad crónica o procesos destructivos de tejido (25). La degeneración epitelial y la falta del borde en cepillo en los túbulos contorneados proximales del riñón se ha relacionado a necrosis tubular aguda ocasionados por este tipo de micotoxinas. Los cambios producidos en la estructura renal, tales como el incremento en el espacio de la cápsula de Bowman y en la morfometría glomerular (23, 38), ocasionan una falla en el funcionamiento renal, dependiendo de la dosis y duración de la exposición al xenobiótico (8, 21, 32).

Los niveles de glutatión reducido hepático y renal de las aves intoxicadas tratadas con etoxiquina, posiblemente no se incrementaron debido a la función antioxidante del compuesto. Sin embargo, las variaciones observadas en hígado, se interpreta como una menor producción de epóxidos de aflatoxina y que no requirió de manera importante la utilización de la ruta metabólica de formación de ácido mercaptúrico. En presencia de aflatoxinas, el nivel de glutatión reducido hepático disminuye debido a que es el principal órgano blanco (38), además de que sus niveles son más elevados comparado con los riñones (24, 29), los cuales reciben un menor porcentaje de la aflatoxina absorbida, ejerciendo el mismo efecto sobre la concentración de glutatión reducido presente en este órgano. En las aves intoxicadas, el glutatión reducido renal descendió tal vez porque sus niveles no son tan elevados como los que presenta el hígado, por lo que fue insuficiente para formar conjugados con los epóxidos de aflatoxinas; sin embargo, se ha reportado que la depleción de los niveles de glutatión reducido por este tipo de agentes tóxicos produce consecuencias celulares que culminan con la destrucción de la célula y falla del órgano afectado (19). Aunque la etoxiquina no confirió protección en las gallinas intoxicadas sobre este parámetro a nivel de hígado y riñón, estudios en ratas han demostrado que este quimioprotector es capaz de inducir la formación de conjugados que epóxidos con glutatión reducido hepático (12). En aves, los efectos quimioprotectores de etoxiquina contra aflatoxinas son poco conocidos. 

El incremento de la actividad de la gamma glutamiltranspeptidasa en hígado de las gallinas intoxicadas puede interpretarse como una respuesta del organismo para sintetizar esta enzima ante la presencia de conjugados de epóxidos de aflatoxina con glutatión reducido. El descenso de la actividad al final del estudio puede relacionarse a un efecto de consumo de la enzima al participar en la eliminación de los conjugados por la vía del ácido mercaptúrico. Mientras que la estabilidad de la actividad enzimática en las aves intoxicadas y tratadas con etoxiquina, probablemente se produjo porque se el quimioprotector evitó la formación de epóxidos, reduciendo así la utilización de la vía del ácido mercaptúrico, debido a su efecto antioxidante. La actividad disminuida y  estable de la gamma glutamiltranspeptidasa en riñón de las gallinas intoxicadas durante las primeras semanas de la fase experimental, pudo deberse a que el hígado es el principal órgano encargado de metabolizar las aflatoxinas, mientras que los riñones tienen un porcentaje menor de participación. Sin embargo, en las aves intoxicadas tratadas con etoxiquina, este compuesto ejerció sus propiedades antioxidantes, pues el incremento de la actividad que se presentó, posiblemente se debió a un menor porcentaje de aflatoxinas que logró llegar al riñón, observándose un efecto crónico al final del experimento, donde el grado de actividad enzimática fue proporcional a la dosis de aflatoxinas, suponiendo que tal vez la única dosis del quimioprotector que fue suministrada, se saturó conforme se incrementó la dosis de la micotoxina. Estudios en ratas, han indicado que el riñón juega un papel muy importante en la eliminación de este tipo de xenobióticos por filtración vía glomerular, debido a que presentan una elevada actividad enzimática de la gamma glutamiltranspeptidasa y niveles altos de glutatión reducido (9, 41). Se sabe poco del  efecto de etoxiquina sobre la actividad de lagamma glutamiltranspeptidasa en pollos intoxicados con aflatoxinas. Pero algunos autores reportaron la eficacia de la etoxiquina en pollos alimentados con dietas que contenían grasas oxidadas, donde los resultados obtenidos indicaron concentraciones elevadas de glutatión reducido y gamma glutamiltranspeptidasa a  nivel intestinal, donde la etoxiquina se encargó de transportar glutatión reducido a las células intestinales y por tantoincrementar la actividad enzimática contra toxinas presentes en ellos (2, 20). 

 

REFERENCIAS

1. Arrieta D, Pérez-Arévalo ML, Gómez C, Molero G, Novoa E, Rincón H, et al. Efecto del alimento contaminado con aflatoxina B1 (0,07 mg/kg) sobre la morfología hepática y actividad enzimática sérica (AST y ALT) en pollos de engorde. Rev Cient FCV-LUZ. 2006; 6: 39–47. 
2. Bammler TK, Slone DH, Eaton DL. Effects of dietary oltipraz and ethoxyquin on aflatoxin B1 biotransformation in nonhuman primates. Toxicol Sci. 2000; 54: 30–41. 
3. Bartov I, Bornstein S. Stability of abdominal fat and meat of broilers: combined effect of dietary vitamin E and synthetic antioxidants. Poultry Sci. 1981; 60: 1840–5. 
4. Beleta J, Gella FJ. Método recomendado para la determinación en rutina de la concentración catalítica de la gamma glutamiltransferasa en suero sanguíneo humano. Quím Clín. 1990; 9: 58–61. 
5. Curtis SE. Guide for the care and use of agricultural animals in agricultural research and teaching. Federation of Animal Science Societies. IL, USA. 1999.
6. Ergun E, Ergun L, Essiz D. Light and  electron microscopic studies on liver histology in chicks fed aflatoxin. Deut Tierarztl Woch. 2006; 113: 363–8. 
7. Farombi EO. Aflatoxin contamination of foods in developing countries: implications for hepatocellular carcinoma and chemopreventive strategies. Afr J Biotechnol. 2006; 5: 001–014. 
8. Glahn RP, Beers KW, Bottje WG, Wideman Jr RF, Huff WE. Altered renal function in broilers during aflatoxicosis. Poultry Sci. 1990; 69: 1796–9. 
9. Glossmann H, Neville DM. Gamma- Glutamyltransferase in kidney brush border membranes. Febs Lett. 1972;19: 340–4. 
10. Habig WH, Pabst J, Jakoby WB. Glutathione S-Transferases. J BIOL CHEM J Biol Chem. 1974; 249: 7130–9. 
11. Hamilton PB. Aflatoxicosis in farm animals. In: Zuber MS, Lillehoj EB, Renfroo BL, editors. Aflatoxin in maize. A proceedigs of the workshop. México, D. F.: El Batán, 1987. p. 51–7. 
12. Hayes JD, Nguyen T, Judah DJ, Petersson DG, Neal GE. Cloning of cDNAs from fetal rat liver encoding glutathione Stransferase Yc polypeptides. The Yc2 subunit is expressed in adult rat liver resistan to the hepatocarcinogen aflatoxin B1. J Biol Chem. 1994; 269: 20707–17. 
13. Hayes JD, Ellis EM, Neal GE, Harrison DJ, Manson MM. Cellular response to cancer chemopreventive agents: contribution of the antioxidant responsive element to the adaptive response to oxidative and chemical stress. Biochem Soc Symp. 1999; 64: 141–68. 
14. Hissin PJ, Hilf R. A fluorometric method for determination of oxi-dized and reduced glutathione in tissues. Anal Biochem. 1976; 74: 214–26. 
15. Hussein HS, Brasel JM. Toxicity, metabolism and impact of mycotoxins on humans and animals. Toxicology. 2001; 167:101–34.
16. Hy-Line. Guía de manejo 2003–2005. Hy- Line Variedad W-36 [Internet]. 2007 Sept. Tomado de: http://www.hyline.com. 
17. International Federation of Clinical Chemistry. IFCC methods for the measurement of catalytic concentration of enzymes. Part 4. IFCC method for gamma glutamyltransferase. J Clin Chem Clin Bio. 1983;21:633–46. 
18. Kelley VC, Mora EC. Ultraestructural changes induced by chronic aflatoxicosis in chickens. Poultry Sci. 1976; 55: 317–24. 
19. Kidd PM. Glutathione: systemic protectant against oxidative and free radical damage. Altern Med Rev. 1997; 2: 155–76. 
20. Kim HL. Tissue thiol induction in mice and protective effect against pyrrolizidine alkaloids by dietary ethoxyquin and methionine hydroxy analog. Vet Hum Toxicol. 1984; 26: 314–6. 
21. Klaassen CD. Casarett and Doull’s Toxicology. The basic science of poisons. 7ª ed. Kansas City: McGraw – Hill; 2008. 
22. Kresty LA, Morse MA, Morgan C, Carlton PS, Lu J, Gupta A, et al. Chemoprevention of esophageal tumorigenesis by dietary administration of lyophilized black raspberries. Cancer Res. 2001; 61: 6112–9. 
23. Majid MF, Abood A, Hammadi H. Aflatoxin B1-induced kidney damage in rats. J Fac Med Baghdad. 2007; 49: 147– 150. 
24. Martínez M, Barrado D, Zubillaga M, Hager A, De Paoli T, Boccio J. Conceptos actuales del metabolismo del glutatión.Utilización de los isótopos estables para la evaluación de su homeostasis. Acta Bioq Clín Latinoam. 2006; 40: 45–51. 
25. Maxie MG. Pathology of domestica animals. Volumen 2. 5ª edición. USA: Elsevier Saunders Co. 2007. 
26. Middleton TF, Ferket PR, Boyd LC. The effect of ethoxyquin on the quality of ground poultry mortality carcasses preserved by lactic acid fermentation and phosphoric acid stabilization. Poultry Sci. 2001; 80: 1154–63. 
27. National Research Council. Nutrient requeriments of poultry. 9th Rev. Ed. Washington: National Academy Press. Ed. Washington: National Academy Press. 1994. 
28. Prophet EB, Mills B, Arrington JB, Sobin LH. Laboratory methods in histotechnology. The American Registry of Pathology. Armed Forces Institute of Pathology. Washington, D.C. 1994. 
29. Quezada T, Jaramillo F, Valdivia AG, Reyes JL, Ortiz R, Rodríguez ML. Estudio comparativo de la concentración del glutatión reducido y actividades de gammaglutamiltransferasa y transferasa de glutatión en hígado y riñón de pollos y ratas. Vet México. 2002; 33: 125–35. 
30. Rauber RH, Dilkin P, Giacomini LZ, Araújo CA, Mallmann CA. Performance of turkey poults fed different doses of aflatoxins in the diet. Poultry Sci. 2007; 86: 1620–4. 
31. Rizzi L, Simioli M, Roncada P, Zaghini A. Aflatoxin B1 and clinoptilolite in feed for laying hens: effects on egg quality, mycotoxin residues in livers, and hepatic mixed-function oxygenase activities. J Food Protect. 2003; 66: 860–5.
32. Robbins SL, Cotran RS, Kumar V, Collins T. Manual de patología estructural y funcional. España: McGraw-Hill Interamericana. 2002. 
33. Statistical Analysis System. Procedures guide for personal computers. CARY, N. C.: SAS Insititute, Inc., U. S. A. 1999. 
34. Scott PM. Natural toxins. AOAC. 1995; 49: 1–30. 
35. Sharma RA, Farmer PB. Biological relevance of adduct detection to the chemoprevention of cancer. Clin Cancer Res. 2004; 10: 4901–12. 
36. Snedecor GW, Cochran WG. Statistical Methods. Ed. Ames. 1967. 
37. Tejada Z, Ávila E, Casaubon MT, Cervantes RA, Vásquez C, Hernández E. M, et al. Biodetoxification of aflatoxincontaminated chick feed. Poultry Sci, 2008;87:1569–76. 
38. Valdivia AG, Martinez A, Damian FJ, Quezada T, Ortiz R, Martinez C, et al. Efficacy of N-acetylcysteine to reduce the effects of aflatoxin B1 intoxication in broiler chickens. Poultry Sci. 2001; 80: 727–34. 
39. Valdivia A. G., Ortiz R., Quezada T., Martínez A., De Luna M. C., et al. Aflatoxin production for two Mexican strains of Aspergillus flavus in immature corn grains. Toxicology Letters 2010.196S. S37–S351; S340: P309-042. 
40. Wang S, Bottje W, Maynard P, Dibner J, Shermer W. Effect of Santoquin and oxidized fat on liver and intestinal glutathione in broilers. Poultry Sci. 1997; 76: 961–7. 
41. Wlodek P, Sokolowska M, Smolenski O, Wlodek L. The gammaglutamyltransferase activity and nonprotein sulfhydryl compounds levels in rat kidney of different age groups. Acta Biochim Pol. 2002; 49: 501–7. 
42. Yarru L, Settivari R, Antoniou E, Ledoux D, Rottinghaus G. Toxicological and gene expression analysis of the impact of aflatoxin B1 on hepatic function of male broiler chicks. Poultry Sci. 2009; 88: 360– 71. 
43. Zaghini A, Martelli G, Roncada P, Simioli M, Rizzi L. Mannanoligosaccharides and aflatoxin B1 in feed for laying hens: effects on egg quality, aflatoxins B1 and M1 residues in eggs, and aflatoxin B1 levels in liver. Poultry Sci. 2005; 84: 825–32. 

 
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