Resistencia antimicrobiana y patogenicidad de muestras de escherichia coli aisladas de lesiones de celulitis en pollos

Escherichia coli (E.coli) es responsable de diversas patologías en las aves, entre las cuales podemos destacar la enfermedad crónica respiratoria, onfalitis, salpingitis, septicemia, peritonitis, síndrome de la cabeza hinchada, enteritis y celulitis (Gross, 1994). La celulitis es una inflamación purulenta aguda que afecta los tejidos subcutáneos (Norton, 1997). El frecuente aislamiento de E. coli de las lesiones de celulitis y la posterior reproducción experimental de esta patología, a partir de la inoculación de muestras de E. coli, comprueban que este microorganismo es el responsable de este tipo de lesión (Messier et al., 1993). El objetivo de este trabajo fue el de evaluar la resistencia antimicrobiana y la patogenicidad de muestras de E. coli aisladas de lesiones de celulitis en pollos.

Para este estudio, se utilizaron cuarenta y ocho muestras de E. coli aisladas de lesiones de celulitis de pollos de engorde provenientes de criaderos de Paraná, Brasil. Las pruebas de resistencia a los antimicrobianos se realizaron a través de la técnica de difusión del antibiótico impregnado en discos de papel filtro. Se cultivaron tres colonias aisladas por medio de TSA en un recipiente que contenía 3 mL de caldo nutriente, a 37º C durante 2 horas. El cultivo fue diluido a 1:100 en salina fisiológica estéril y sembrado con hisopo en ágar Mueller-Hinton, con el objetivo de obtener un crecimiento confluente. Después del secado de las placas se usaron los siguientes discos de antimicrobianos: ácido nalidíxico (30 mcg), ampicilina (10 mcg), ceftiofur (30 mcg), ciprofloxacina (30 mcg), cloranfenicol (30 mcg), doxiciclina (10 mcg), enrofloxacina (5 mcg), florfenicol (30 mcg), gentamicina (10 mcg), linocmicina+espectinomicina (50+100 mcg), neomicina (30 mcg), norfloxacina (10 mcg), sulfa+trimetoprim (25 mcg), sulfonamidas (300 mcg) y tetraciclinas (30 mcg). Las placas fueron incubadas a 37º C durante 24 horas. Previamente, se probaron los discos con la muestra ATCC 25922, sensible a todas las drogas antimicrobianas probadas. Los resultados se determinaron midiendo los halos de inhibición de crecimiento y comparándolos con los valores presentados en las tablas estándar. El índice de resistencia múltiple antimicrobiana (IRMA) para cada muestra, se calculó conforme Kaspar & Burgess (1990), (IRMA= número de antibióticos resistentes / número total de antibióticos probados).

La patogenicidad de las cepas de E. coli se evaluó en 500 pollos Cobb, de un día de nacidos, divididos en 50 grupos de 10 animales. Cada grupo fue inoculado con una muestra de E. coli diferente. Dos grupos fueron inoculados solamennte con solución salina estéril. Los animales recibieron 0,1 mL de inóculo en la región cervical por vía subcutánea y fueron evaluados diariamente durante 7 días, observándose la mortalidad (Brito et al., 2003). Basándose en la tasa de mortalidad (TM), se clasificaron las muestras como de alta patogenicidad (TM > 80%), de patogenicidad intermedia (TM 50% y 80%), de baja patogenicidad (TM < 50%) y no patogénicas (TM = 0%).

La evaluación de la sensibilidad de las muestras de E. coli aisladas de las lesiones de celulitis de pollos en el rastro se realizó por medio de un antibiograma, utilizando 15 drogas comerciales. Entre las drogas probadas, el ceftiofur y el florfenicol fueron las más eficientes. Las muestras probadas presentaron 100 % de sensibilidad a estos antibióticos. Para las otras drogas se verificaron los siguientes porcentajes de sensibilidad: neomicina (98%), lincomicina + espectinomicina (94%), cloranfenicol (90%), ampicilina (75%), norfloxacina (75%), gentamicina (71%), ciprofloxacina (67%), enrofloxacina (62%), sulfa+trimetoprim (62%), ácido nalidíxico (50%), sulfonamidas (46%), tetraciclina (21%) y doxiciclina (4%). En varios trabajos, se observaron altos porcentajes de resistencia a la tetraciclina (Cloud et al., 1985; Peighambari et al., 1995). Todas las muestras presentaron resistencia a por lo menos uno de los fármacos las que fueron sometidas. De las 48 muestras analizadas, ocho fueron resistentes a una droga y once a cuatro de los fármacos probados. El IRMA promedio de las cuarenta y ocho muestras fue de 0.323.

Respecto a la clasificación de la patogenicidad de E. coli, podemos afirmar que de las cuarenta y ocho muestras de E. coli analizadas, 71% fué clasificado como de alta patogenicidad y 29% de las muestras presentaron patogenicidad intermedia, demostrando que todas las muestras eran patogénicas y ninguna muestra fue apatogénica o de baja patogenicidad en los ensayos in vivo.

La variación en los resultados de resistencia antimicrobiana puede ser explicada por innumerables factores. La ocurrencia de la resistencia antimicrobiana puede ser determinada por mutación cromosómica o transmitida por plásmidos. No se puede afirmar qué muestras más patogénicas poseen mayor resistencia, pero puede haber transferencia de plásmido alcanzando una mayor resistencia a uno o más antimicrobianos llevando, además de una mayor resistencia a uno o más antimicrobianos, una elevación en la patogenicidad de la bacteria (Gross, 1994).

Las muestras de Escherichia coli demostraron ser patogéncias para aves y presentaron alta sensibilidad al florfenicol y al ceftiofur. Estas bacterias presentan una alta resistencia a la tetraciclina y doxiciclina.

Brito BG, Gaziri LCJ, Vidotto MC. 2003. Virulence factors and clonal relationships among E. coli strains isolated from broiler chickens with cellulitis. Infect. Immun. 71(7):4175-4177.

Cloud SS, Rosenberger JK, Fries PA, Wilson RA, Odor EM. 1985. In vitro and in vivo characterization of avian Escherichia coli. Serotypes, metabolic activity, and antibiotic sensitivity. Avian Dis. 29:1084-1093.

Gross WG. 1994. Diseases due to E. coli in poultry. pp. 237-259. In: Escherichia coli in domestic animals and humans. Gyles CL (Ed.). Oxon - UK: CAB International.

Kaspar CW & Burgess JL. 1990. Antiobiotic resistance indexing of Escherichia coli to identify sources of fecal contamination in water. Can. J. Microbiol. 36:891-894.

Messier S, Quessy S, Robinson Y, Devriese LA, Hommez J, Fairbrother JM. 1993. Focal dermatitis and celullitis in broiler chickens. Avian Dis. 37:839-844.

Norton RA. 1997. Avian cellulitis. World's Poult. Sci. J. 53:337-349.

Peighambari SM, Vaillancourt JP, Wilson RA, Gyles CL.1995. Characteristics of E.coli isolates from avian cellulitis. Avian Dis. 39:116-124.

Apoio: Conselho Nacional Desenvolvimento Científico e Tecnológico - CNPq - Programa RHAE.