Uso Estratégico de Anticoccidiales Ionóforos y Combinaciones de Ionóforos Potencializados en la Industria avícola

Introducción
La coccidiosis aviar es una enfermedad infecciosa no contagiosa que afecta el tracto gastrointestinal de las aves por la ingestión de ooquistes infectivos (esporulados), la cual es causada por varios parásitos del phylum Apicomplexa pertenecientes al género Eimeria. La coccidiosises de distribución ubicua y se presenta principalmente en sistemas de producción intensivos donde la presión mundial del mercado por aspectos como competitividad en precio, eficiencia, calidad e inocuidad es inminente. 

Actualmente, se considera que la industria avícola es la más afectada por dicha enfermedad ocasionando pérdidas anuales mundiales por encima de los 800 millones de dólares (Williams, 1998, 1999). Dichos costos se deben a la inclusión de medicamentos para la prevención y tratamiento, así como pérdidas por mortalidad, malabsorción, ineficiencia en la utilización del alimento, afectación de la curva de crecimiento y del potencial genético del pollo de engorde y de la producción de huevo en la gallina ponedora (Dalloul & Lillehoj, 2005).  Eimeria spp. tiene un ciclo de vida complejo, involucrando estados tanto asexuales como sexuales, e infecta de manera sitio-específica. Adicionalmente, su patogenicidad depende en gran parte del estado inmune del hospedero  y de su perfil genético. Por tanto, la respuesta inmune que se genera contra dicha enfermedad es especie-específica y no genera protección cruzada entre diferentes Eimerias (Dalloul & Lillehoj, 2006; Lillehoj, 1989).

Un programa estratégico enfocado en la prevención y el control de la enfermedad, basado en el uso racional (rotación de principios activos) en el alimento, más el uso de vacunas, sumado a la construcción de una inmunidad sólida de las aves,  es indispensable si se quiere llegar a una producción más sustentable y alineada con los principios que rigen el bienestar animal (Kadykalo et al., 2018).

La producción de ooquistes juega un papel fundamental en mantener la inmunidad uniforme en un lote de aves. Algunos factores que influyen en la eficiencia en la reproducción de Eimerias bajo condiciones de campo se mencionan en la Tabla 1.

Ciclo de vida
Los ooquistes que se eliminan en las heces pasan por una etapa de esporogonias mediante un proceso meiótico en el ambiente del galpón, lo que requiere oxígeno y que puede tomar aproximadamente 24 horas. Los ooquistes esporulados tienen 4 esporocistos que a su vez contienen dos esporozoítos. Después de  la ingestión de estos por un hospedero susceptible, los ooquistes  se excistan (salen los esporozoítos del esporocisto) dentro del lumen intestinal, este proceso es facilitado por la tripsina, bilis y CO2. Los esporozoítos liberados  penetran las vellosidades intestinales.

Dependiendo de la especie, por ejemplo E. brunetti y E. praecox, se desarrollan dentro de las células en el sitio de la penetración,  en cambio, esporozoítos de otras especies como: E. acervulina, E. máxima, E. necatrix y E. tenella son transportados a otros sitios como las criptas del epitelio donde continua su desarrollo (Trout & Lillehoi, 1993). Dentro de las células del hospedero, los esporozoítos sufren una reproducción asexual (Esquizogonia o merogonia) en la cual la división nuclear está seguida por la diferenciación citoplasmática, resultando en merozoitos  que se liberan y penetran otras células del hospedero (Figura 1).

 

Figura 1. Ciclo de vida de la Eimeria.

El proceso descrito puede resultar en varias generaciones de merogonias. La reproducción sexual o gametogonias continúan con el último ciclo merogónico. Los merozoitos entran a la célula del hospedero y se desarrollan ya sea en una forma masculina (microgamonte) o femenina (macrogamonte). Los microgamontes generan muchos microgametos que salen, buscan y penetran (fertilizan) a los macrogamontes que posteriormente se desarollan en ooquistes que son liberados en las heces. El período prepatente (intervalo entre la infección de un individuo por el  primer esporozoito y la detección del primer ooquiste en  las heces) puede variar entre 4 a 5 días post-infección. El pico máximo de conteo de ooquistes por gramo de heces por animal puede estar entre 6-9 días post-infección (Allen & Fetterer, 2002).

Existen siete especies de coccidias de importancia en avicultura las cuales son: E. acervulina, E. brunetti, E. maxima, E. mitis, E. necatrix, E. praecox y E. tenella, cada una se desarrolla en un sitio anatómico específico del intestino. Es común encontrar al menos 6 especies (E. acervulina, E. máxima, E. tenella, E. brunetti, E. mitis y E. praecox) en muestras de cama de un lote en las primeras 6 semanas de vida.  Cinco de estas especies  (E. acervulina, E. brunetti, E. máxima, E. necatrix y E. tenella) se pueden identificar bien por sus lesiones macroscópicas (Carvalho et al., 2011).

Su patogenicidad varía entre moderada a severa, por ejemplo: E. praecox y E. mitis no matan las aves ni producen lesiones patognomónicas que frecuentemente han sido consideradas como benignas. Sin embargo, en infecciones experimentales controladas se ha logrado determinar que dichas cepas ocasionan: Enteritis, diarrea y reduce el desempeño zootécnico (Williams, 1998). Lo anterior indica que estas dos especies pueden causar pérdidas económicas y por ende también deben ser controladas.

En la Tabla 2 se realiza una clasificación de las especies según su patogenicidad basado en los signos clínicos característicos, además, su diferenciación se puede facilitar teniendo en cuenta aspectos como el sitio particular de infección en el intestino de los pollos, el período prepatente, tamaño de los ooquistes y morfología de los estadíos intracelulares (Conway & Mckenzie, 2007).

Tabla 2. Clasificación de especies de Eimeria de acuerdo con su patogenicidad

Patogénesis, potencial reproductivo e inmunogenicidad de la Eimeria
La patogenicidad de la coccidia depende en gran medida de la replicación exitosa del parásito dentro del hospedero. Estimados teóricos indican que un simple ooquiste de una especie virulenta como Eimeria tenella y E. brunetti, puede llegar a producir 2.520.000 parásitos después del segundo ciclo de Merogonia (Brackett & Bliznick, 1952). Otras especies en cambio son más pobres en la producción de ooquistes en el siguiente ordendescendente: E. acervulina, E. necatrix, y E. maxima. E. máxima por ejemplo produce una décima parte de las dos cepas más prolíficas (E. tenella y E. brunetti) (Brackett & Bliznick, 1952).

Las coccidias invaden la mucosa intestinal e inducen cierto grado de daño epitelial, inflamación y atrofia de la vellosidad intestinal (Pout, 1967).  Los signos de la coccidiosis dependen del grado de daño e inflamación incluyendo heces aguadas, diarrea  blanquecina (E. acervulina) o diarrea hemorrágica (E. tenella), hemorragias petequiales y excesiva producción de moco (E. máxima), deshidratación,  pérdida de peso, prolapso rectal y disentería. El sangrado profundo en el ciego es una característica típica de la infección por E. tenella debido a la destrucción de la mucosa con lesiones en tejido (Witlock et al., 1975).

En general los animales jóvenes son más susceptibles y muestran más signos de coccidiosis y los animales más adultos son relativamente resistentes a la infección (Lillehoj, 1998). No obstante, aquellos animales jóvenes que se infectan con E. acervulina y E. máxima se afectan en su crecimiento y conversión alimenticia por dos o tres semanas posterior al desafío, seguidas de un período de recuperación de otras 2-3 semanas donde el  crecimiento compensatorio toma lugar (Voeten et al., 1988).

La infección por Eimeria induce una respuesta inmune protectora que es de larga duración y exquisitamente específica a una especie de Eimeria en particular. Aunque se necesitan grandes cantidades de ooquistes para generar una buena respuesta inmune contra Eimeria, existen excepciones como E. máxima la cual es muy inmunogénica y solo requiere un número pequeño de ooquistes para inducir una inmunidad completa. Los estadíos endógenos tempranos (asexuales) del ciclo de vida de la Eimeria son más inmunogénicos que los estadíos tardíos (sexuales) (Rose et al., 1984). Sin embargo, se demostró que algunos antígenos de los gametos de E. máxima indujeron protección en investigaciones con desafíos con parásitos vivos (Wallach et al., 1995). No obstante, la activación de linfocitos T en presencia de merozoitos secretaron interferón gama (IFNg) el cual inhibió el desarrollo intracelular de la coccidia, indicando que la inmunidad protectora se dirige contra la fase exponencial del ciclo de vida del parásito.  La interacción hospedero-parásito es bastante compleja en especial la respuesta inmune tanto innata como adquirida orquestada en órganos linfoides como el tejido linfoide asociado al intestino (GALT), ya que se generan varios fenotipos celulares como células asesinas naturales (NK), linfocitos T CD4 y linfocitos T CD8, linfocitos gama/delta; citoquinas tipo Th1 como IFNg,  interleuquina (IL-) 1, IL-2, IL-6, IL-8, IL-12, IL-15, IL-17, IL-18,  y citoquinas tipo Th2 como IL-3, IL-4, IL-5, IL-10 e IL-113 como también el factor de crecimiento transformante beta y el factor estimulante de las colonias de granulocitos y monocitos. Adicionalmente, se producen sustancias microbicidas como el óxido nítrico que culminan con el control exitoso de la replicación del parásito a través de la inmunidad celular (Yun et al., 2000).   

Manejo del galpón
Debido a que la presencia de ooquistes es ubicua y se diseminan fácilmente por todo el galpón y tienen un potencial reproductivo enorme, es bastante difícil tener aves libres de coccidia, especialmente en ambientes intensivos de producción. Los ooquistes esporulan en la cama de las aves con relativa facilidad. Sin embargo, esto puede ser afectado por la presencia de bacterias, otros organismos y amonio los cuales comprometen su viabilidad después de las tres semanas (Williams, 1995). La mayoría de productores mueven la cama permitiendo la aireación de la misma y reemplazan porciones de cama compacta por cama nueva. Otras prácticas de bioseguridad como el cambio de ropa de los galponeros y de botas entre galpones es esencial para disminuir la dispersión de los ooquistes especialmente en reproductoras de pollo de engorde.

Adicionalmente, se requieren controles satisfactorios en aspectos como: Higiene, sanitización y bioseguridad que limiten el acceso humano a las instalaciones avícolas (Chapman, 2014). Una  ventilación adecuada y sistemas de bebederos libres de fugas de agua son claves en la reducción de la humedad de la cama impidiendo la esporulación del estado infectivo del ciclo de la coccidia (ooquiste).

Control profiláctico con anticoccidiales
Los anticoccidiales pertenecen a una de dos categorías (Allen & Fetterer, 2002). La primera categoría corresponde a antibióticos poliéteres o mejor conocidos como ionóforos, los cuales son producidos por la fermentación de Streptomyces spp. o Actinomadura spp (Noack et al., 2019). Estos medicamentos intervienen o afectan los gradientes iónicos de la membrana celular del parásito y se clasifican con base en la Tabla 3. 

Tabla 3. Clasificación de los principales medicamentos anticoccidiales y su mecanismo de acción 

Ionóforos 
Por muchos años, los ionóforos han sido la principal opción para el control de la coccidiosis por que la resistencia a estos se desarrolla mucho más lentamente que los sintéticos o químicos debido a que estos no inhiben completamente el ciclo de vida del parásito, por ende permiten el desarrollo de la inmunidad en el hospedero en la primera exposición (Chapman et al., 2010). Los ionóforos se caracterizan químicamente por múltiples anillos tetrahidrofuranos que están conectados en fracciones de espiroqueta y son efectivos contra el ciclo de vida del parásito en sus formas asexuales y sexuales afectando el transporte normal de iones a través de la superficie de la membrana celular del esporozoíto y del merozoito (Novilla et al., 2017). Los ionóforos solo se usan en animales de producción y no se usan en humanos. Además tienen efecto  contra bacterias gram positivas, evidenciado por su concentración inhibitoria mínima contra aislados de Clostridium perfringens,  el cual es el agente causal de la enteritis necrótica en aves (Silva et al., 2009).      

Monensina: Fue descubierta en 1967 como ácido monénsico, un producto de fermentación de Streptomyces cinnamonensis y fue el primer compuesto reportado con acción de amplio espectro sobre Eimeria (Agtarap et al., 1967), la Monensina forma complejos lipídicos solubles con  los cationes sodio y potasio, ocasionando un incremento en la permeabilidad de la membrana para esos iones. La Monensina es capaz de transportar iones de sodio a través de membranas  en forma electrogénica y electroneutral (Chapman et al., 2010).  

Salinomicina: Fue aislada del Streptomyces albus, posee fuerte actividad contra seis especies de Eimerias (E. acervulina, E. máxima, E. tenella, E. brunetti, E. necatrix y E. mivati) (Danforth et al., 1977). Además,  también actúa contra bacterias gram positivas como Clostridium perfringens, Staphylococcus aureus, micobacterias y hongos filamentosos (Miyazaki et al., 1974).
La salinomicina es un ionóforo con una estricta selectividad para iones alkalis, es decir, una fuerte preferencia por el potasio, interfiriendo con el potencial transmembrana del potasio y promoviendo el flujo de iones K⁺ desde la mitocondria y el citoplasma (Mitani et al., 1975). Con esto, se incrementa el calcio intracelular a niveles tóxicos para las coccidias por la inducción selectiva osmorreguladora de organelas ocasionando la muerte del parásito.  Recientemente, se ha demostrado que la Salinomicina puede matar células madre cancerígenas e inhibir el crecimiento de células tumorales de mama en ratones (Zhou et al., 2013). Salinomicina es el ionóforo menos tóxico existente.     

Narasina: Es un poliéter obtenido de la fermentación del Streptomyces aureofaciens, es un derivado de la Salinomicina teniendo un grupo metilo adicional, por ende a veces es llamada 4S-4-metil salinomicina.  Ha mostrado eficacia contra diversas cepas de Eimeria al igual que mejoras en desempeño zootécnico casi similares a Monensina en estudios controlados en piso (Ruff et al., 1980).

Maduramicina: El ionóforo Maduramicina también se conoce como Yumamicina y fue descubierto en la bacteria Actinomadura yumaensis. Es un compuesto grande heterocíclico con una serie de coronas éteres electronegativas que son capaces de  unirse a iones tanto monovalentes (Na⁺ y K⁺) como divalentes (Ca⁺² y Mg⁺²). Maduramicina demostró ser más efectiva que Narasina y Monensina pero igual a Salinomicina en la reducción de lesiones, mortalidad y desempeño con dosis entre 5-7 ppm (L. McDougald et al., 1987). Maduramicina es el más tóxico de todos los ionóforos incluyendo a los animales de otras especies y a los humanos, ya que puede causar depresión cardiovascular severa e inhibir la proliferación de mioblastos por la inducción de apoptosis (Chen et al., 2014). 

Semduramicina: Se aisló de Actinomadura roserufa, es altamente efectiva contra Eimerias y es bien tolerada por las aves (L. R. McDougald et al., 1996).

Lasalocid: Fue aislado de Streptomyces lasaliensis, ha demostrado actividad anticoccidial en aves y mejoramiento en el desempeño. Es uno de los menos tóxicos igual que la Salinomicina. Sin embargo, se ha reportado intoxicación en perros que parecen ser muy sensibles a este compuesto. Lasalocid incrementa el consumo de agua y por ende ocasiona problemas de camas húmedas.  

Combinaciones de medicamentos (Ionóforos potenciados)
Una forma de contrarrestar la resistencia a los anticoccidiales ha sido a través de la combinación de compuestos con diferentes modos de acción los cuales han mostrado experimentalmente que son más difíciles de inducir resistencia. Combinaciones como Salinomicina y Nicarbazina (40 ppm de cada una)  potencian las ventajas de los productos usados individualmente y garantizan una mejor cobertura a diferentes cepas de Eimeria y un mejor desempeño zootécnico (Zavala et al., 2018). Adicionalmente, el efecto adverso que pudieran tener  algunos ionóforos como la depresión en el consumo de alimento no se observa en ionóforos potenciados debido a la inclusión de una menor dosis del ionóforo (40 vs 66 ppm de salinomicina).

Además, es conocida la susceptibilidad al estrés por calor en las aves suplementadas con Nicarbazina, debido a un aumento de la tasa metabólica y al rápido desarrollo de hipertermia (Beers et al., 1988). Sin embargo, cuando se usan combinaciones de  anticoccidial Salinomicina y Nicarbazina  no se presenta mortalidad por estrés por calor, como cuando se usa la Nicarbazina sola, aún en épocas de calor y en ambientes de alta humedad (Zavala et al., 2018). Estos resultados evidencian la seguridad de la combinación anticoccidial empleada. El efecto benéfico que lleva a cabo la inclusión de la combinación de Salinomicina más Nicarbazina es mostrado en la Figura 2. 

Figura 2. Ionóforo potenciado de Salinomicina + Nicarbazina mostrando los efectos sinérgicos de su uso.

La combinación de Narasina y Nicarbazina que ha sido bastante exitosa en el control de la coccidiosis, ya cuenta con cepas resistentes a ambos compuestos reportadas hace más de 12 años  (Bafundo et al., 2008).   Adicionalmente se ha reportado resistencia con  la combinación de Monensina con Nicarbazina especialmente frente a E. acervulina (Bafundo & Jeffers, 1990). 

Resistencia
El uso continuo de los anticoccidiales genera una enorme presión de selección en favor del desarrollo de resistencia a los medicamentos (Chapman, 2018). Desde comienzos de 1950, cepas de Eimeria resistentes a los medicamentos disponibles de la época fueron reportadas y para 1970 ya se habían descrito cepas resistentes a la mayoría de anticoccidiales sintéticos (Chapman, 1997). En algunos casos la resistencia se desarrolló solo un año después de su uso en avicultura, por ejemplo el Arprinocid (Chapman, 1983).

Se ha demostrado a nivel experimental y en cepas aisladas de campo, que algunas de estas son resistentes hasta 5 o más medicamentos, especialmente para E. acervulina la cual tiene alto índice reproductivo y por ende una propensión más rápida a desarrollar resistencia (Jeffers, 1974).

En vista del gran número de reportes mostrando resistencia a los medicamentos anticoccidiales, se podría indagar sobre cuáles de estos han sido usados más frecuentemente por años consecutivos incrementando la presión de resistencia a los mismos. En el caso de los ionóforos, se ha demostrado que ellos no suprimen completamente el desarrollo del ciclo de vida del parásito y que algunos de ellos pueden sobrevivir para generar la adquisición de inmunidad y por esta razón han sido tan exitosos en campo en el control de la coccidiosis. Muchos de los anticoccidiales sintéticos son parcialmente efectivos y no previenen el desarrollo de la inmunidad.   

Toxicidad
La mayoría de anticoccidiales, especialmente los ionóforos, son tóxicos si se suministran accidentalmente a dosis por encima de las indicadas. Esto puede ocurrir por errores en el cálculo, formulación del alimento, problemas con el mezclado, restos de anticoccidial que contaminan otros alimentos, por falta de controles de calidad o exposición de especies no indicadas para estos compuestos (Kennedy et al., 1998).

Una larga lista de signos de toxicidad se han reportado por el uso de estos  medicamentos como: Debilidad en las patas, miopatía, incremento en el consumo de agua, disnea, ataxia, parálisis, cardiomiopatía y muerte (Dowling, 1992).

La toxicidad también ocurre cuando accidentalmente se le suministra estos medicamentos a especies no indicadas como los equinos y pavos, quienes son altamente sensibles a la Monensina y a la Salinomicina.

Existe una fuerte interacción, que a veces ocasiona la muerte, entre Tiamulina (comúnmente usado para tratar Mycoplasma y Brachyspira) y algunos ionóforos como: Monensina, Narasina y Salinomicina, cuando la Tiamulina se usa a dosis terapéuticas, dicha toxicidad es relativa a la dosis ya que a bajas dosis no se genera interacción (Islam et al., 2009). Lo anterior se cree que es por el metabolismo preferencial de la Tiamulina en el hígado resultando en la acumulación del ionóforo ocasionando signos clínicos de intoxicación previamente mencionados. Con Maduramicina, Semduramicina y Tiamulina se ha reportado depresión del crecimiento pero no con Lasalocid (Islam et al., 2009).