BROTE AGUDO DE ANAPLASMOSIS BOVINA EN CÁCERES (EXTREMADURA), ESPAÑA

La anaplasmosis bovina es una enfermedad infectocontagiosa producida por Anaplasma marginale, que es una rickettsia del genogrupo II de las Ehrlichias, que parasita los eritrocitos maduros del ganado bovino. Los animales que sobreviven a la anaplasmosis bovina aguda, después de una infección primaria, permanecen persistentemente infectados de por vida, independientemente de reexposiciones a la rickettsia, sirviendo como reservorio para la transmisión de la enfermedad en el campo. La enfermedad clínica es más notable en bovinos, pero otros rumiantes que incluyen búfalo de agua, bisonte, antílope africano, y ciervo se pueden convertir en persistentemente infectados con Anaplasma marginale (Corona, 2012). Esta enfermedad puede ser transmitida por artrópodos hematófagos pertenecientes a los géneros de garrapatas (Yeruhan y Braverman, 1981), principalmente Boophilus spp. y Dermacentor spp. (Potgieter y col., 1993), moscas de establo, Stomoxys calcitrans (Yeruham y Braverman, 1981) y mosquitos Siphona spp. y Psophona spp.; tábanos, Tábanus spp. (Ristic, 1968) y por la forma iatrogénica que también juega un papel muy importante en la diseminación de la enfermedad a través de utensilios veterinarios y/o quirúrgicos (jeringas, agujas, etc) contaminados (Palmer y col., 2000).

Desde hace 20 años, que llevamos trabajando en clínica bovina, estamos observando que están aumentando los casos clínicos de anaplasmosis que atendemos, con procesos patológicos no tan agudos como el que vamos a describir. Todo comienza en el día 10 de agosto del año 2012, nos llaman de una ganadería con vacas de raza pura Rubia de Aquitania y vacas cruzadas de la anterior raza con Limousin y Charolais, ha aparecido una vaca muerta de forma súbita, no se había observado el día anterior que estuviera enferma, la vaca muerta no tenía síntomas externos aparentes, y en la necropsia no observamos lesiones llamativas, a no ser una ligera palidez de algunos órganos, que en un principio no dimos importancia. Remitimos vísceras al laboratorio de diagnóstico Exopol (S. Mateo Gállego, Zaragoza, España, www.exopol.com.), donde aislaron Clostridium perfringens y Clostridium spp. en varias vísceras.

Mientras que llegaron los resultados, aparecieron muertas dos vacas más. Procedimos a vacunar todas las vacas con la vacuna policlostridial (Syvabax®, laboratorios Syva, León, España), diferente a la que habíamos usado en el mes de mayo, para el mismo cometido (Cubolac®, laboratorios Farco , Toledo, España). El proceso no se cortó, apareció otra vaca muerta, decidimos vacunar de Carbunco Bacteridiano, del cual no habíamos vacunado aquel año, y es una enfermedad que se suele dar por nuestra zona, con muertes súbitas. Dejamos encerradas todas las vacas en un cercado, y a los pocos días apareció otra vaca muerta, y otras cuatro vacas enfermas, sin ganas de comer, tenían fiebre (40-41ºC), ictericia en mucosas, orina oscura, heces de consistencia dura y con mucosidades sanguinolentas, dificultades masticadoras con exceso de salivación, perdían peso rápidamente, con “encogimiento” pronunciado de la cavidad abdominal. Estos, no eran síntomas, aparentes, de ningún tipo de Carbunco.

 

Se recogieron dos tubos de sangre periférica (base de la cola) de las vacas enfermas (ocho en total), con agujas BD Vacutainer® de 18Gx1 (1.2x25 mm) en tubos BD Vacutainer Systems Preanalytical Solutions con EDTA K2 (10 ml). En el Hospital Comarcal de Coria (Cáceres) perteneciente al Servicio Extremeño de Salud (SES) de la Junta de Extremadura, concretamente en la Unidad o Servicio de Microbiología se realizó un frotis fino y fijación de la sangre sobre portaobjeto, se fijó con metanol absoluto (Uni-Chem) y teñidas durante 30 minutos con Giemsa según Gainer (1961). La lectura se hizo con microscopio óptico (Uka), empleando lente de inmersión de 100X. La tinción con Giemsa es un método confiable, barato y capaz de detectar niveles de parasitemia de 0.1 a 0.2% (Eriks y col., 1989), o sea sólo puede detectar niveles mayores a 10 millones de eritrocitos infectados por mililitro de sangre (Gale y col., 1996). Del mismo modo mandamos sangre para comparar los resultados, al Laboratorio del Dr. Barba (Móstoles, Madrid, España, www.lbbarba. es.), solicitando una prueba de PCR, de mayor sensibilidad y especificidad. Se realizó, por parte de los técnicos del laboratorio, una técnica de PCR en tiempo real combinada con SYBR Green. Para ello se utiliza un sistema LightCycler 1.2 y el LightCycler FastStart DNA Master SYBR Green I Kit, siguiendo las instrucciones del fabricante. El ciclo termal se ajusta a las características especiales de los primers seleccionados y el fragmento a amplificar, siguiendo las instrucciones del fabricante. Finalmente, se realiza un análisis de la temperatura de melting del fragmento amplificado, para evitar falsos resultados positivos. Son necesarios 200 μL de sangre con EDTA o sin anticoagulante para la obtención del ADN a analizar. El ADN se purifica con el High Pure PCR Template Preparation Kit de Roche®, siguiendo las instrucciones del fabricante. El ADN obtenido se almacena a -20ºC hasta su posterior amplificación por PCR en tiempo real. Para la obtención del ADN control positivo se utilizan neutrófilos infectados con Anaplasma phagocytophilum disponibles en su laboratorio. Este es el método de PCR utilizado por el Laboratorio del Dr. Barba.

 

Los resultados, obtenidos tanto por el Servicio de Microbiología del Hospital Comarcal de Coria (Cáceres), como por el Laboratorio del Doctor Barba, fueron coincidentes y concluyentes, las vacas tenían Anaplasmosis. Al microscopio óptico, en el frotis sanguíneo teñido con la tinción de Giemsa, Anaplasma spp. se ve como unos corpúsculos esféricos de color rojo, en el interior de los eritrocitos. Miden de 0.2 a 0.5 μm de diámetro. Es importante diferenciar estos microorganismos de otros parásitos intraeritrocitarios, que producen síntomas y lesiones semejantes, como es Babesia spp que tiene un tamaño mayor (4 a 5 μm de longitud por 2 a 3 μm de ancho), forma de pera y se encuentran en parejas, o Theileria spp. con un tamaño también mayor a Anaplasma spp. y que tienen normalmente forma de varilla, de 1,5 a 2 μm por 0,5 a 1 μm, pero también pueden ser formas redondeadas, ovoides, coma y de anillo. (Soulsby 1987).

El grado de parasitación mínima de los eritrocitos debía ser superior al 15%, porcentaje que se fija para que un animal infectado presente síntomas clínicos (Corona y col. 2004). La ganadería bovina, antes del proceso, contaba con un total de 103 bovinos adultos (mayores de un año) y 24 terneros, la mortalidad fue de 10 bovinos adultos, todos ellos de más de 10 años, lo que supone una mortalidad, prácticamente, del 10 % del ganado adulto. También fallecieron dos terneros, con la misma sintomatología, hijos, de dos de las vacas que habían fallecido antes. De estas 10 vacas muertas se llegaron a tratar 4 vacas. A parte de las vacas que murieron se trataron otras 4 vacas, que si se recuperaron. La primera vaca que encontramos muerta fue el día 10 de agosto, y la primera que tratamos fue el día 10 de septiembre de 2012, lo cual nos puede dar una idea del inicio aproximado de la infección, teniendo en cuenta el periodo de prepatencia. Según estudios de Medellin (2003), el periodo prepatente durante la incubación de la enfermedad es de dos a tres semanas y la duración depende de la cantidad de Anaplasma spp. infectante. Por tanto, aproximadamente, el inicio de la infección o transmisión de los insectos del Anaplasma spp. ocurrió a partir del 15 de julio, y se ha seguido manteniendo hasta la mitigación que haya producido la aplicación del insecticida que se les aplicó “pour on”.

Dichos resultados, desembocaron en un tratamiento individual a las vacas que se encontraban enfermas a base de oxitetraciclina e imidocard para eliminar a Anaplasma spp., y vitamina B12 e hierro para estimular y ayudar a la recuperación de los eritrocitos. Asimismo, se instauró un tratamiento colectivo, a base de doxiciclina en el agua de bebida al resto del rebaño durante 3 semanas. Todos los animales fueron también tratados con un insecticida ?pour on?, con una deltametrina, para eliminar o repeler garrapatas, moscas y otros insectos de la piel de las vacas y evitar más contagios. Estos tratamientos fueron muy eficaces, tanto en la prevención como en la curación aparente de las vacas enfermas, ya que las vacas enfermas tratadas recuperaron sus constantes vitales, y a partir de instaurar el tratamiento colectivo no aparecieron nuevas vacas con la patología. Según nos dicen otros autores hasta la fecha no se cuenta con un procedimiento efectivo para el control de la anaplasmosis en muchas áreas, a pesar del incremento de los portadores, animales susceptibles, vectores de transmisión y de las cuantiosas pérdidas económicas que provoca (Palmer y col., 1999). Los métodos de control para la anaplasmosis no han cambiado marcadamente durante los últimos 50 años e incluyen el control de los artrópodos, la quimioprofilaxis, la vacunación, y el mantenimiento de los rebaños libres de Anaplasma. spp (Guglielmone y col., 1996; Kocan y col., 2000). En Cuba el control de la anaplasmosis se ha llevado a cabo fundamentalmente mediante tratamiento terapéutico, uso de insecticidas y acaricidas y más recientemente con el uso de la vacuna recombinante contra la garrapata Boophilus microplus (Gavac) (2º Taller Nacional de Control de la garrapata, La Habana, Cuba, 2000). 

Los cambios en procesos patológicos, que hasta el día de hoy, han cursado de forma crónica pasando a un curso agudo o sobreagudo, como el descrito en nuestro trabajo, son señales que deben alertarnos, que podemos tener una enfermedad emergente en nuestros bovinos, la Anaplasmosis, y quizás también a tener en cuenta en los humanos, al ser una zoonosis. Es una enfermedad que llevamos años diagnosticando y tratando, cada año que pasa, nuestro grupo de veterinarios clínicos, diagnostica y trata más casos (datos no publicados A nivel práctico, como preventivo, y dependiendo del trabajo descrito, vemos necesario la aplicación de insecticidas externos sobre
nuestras vacas, al inicio del verano, como método de lucha frente a Anaplasmosis. Habrá que buscar el insecticida que más tiempo mantenga niveles óptimos o suficientes, en el cuerpo de los animales, para evitar la presencia y/o picaduras de los insectos. Este tiempo, nunca debería ser inferior a los meses de verano, y si no es así, será recomendable aplicar el insecticida varias veces a lo largo de la estación estival.

1. Corona B, Obregón D, Martínez S, Espinosa I, Fonseca AE, Roque E. Detección por PCR de Anaplasma marginale en Búfalos de la región occidental de Cuba. Rev Salud Anim. 2012; 34(1).

2. Eriks IS, Palmer GH, McGuire TC, Barbet AF. Detection and quantification of Anaplasma marginale in carrier by using a nucleic acid probe. Clin Microbiol. 1989; 27: 279-284.

3. Eriks IS, Stiller D, Palmer GH. Impact of persistent Anaplasma marginale rickettsemia on tick infection and transmission. J Clin Microbiol. 1993; 31:2091-2096.

4. Gale RC, Dimmock CM, Gartside M, Leatch G. Anaplasma marginale detection of carrier cattle by PCR. Int. J. Parasitol. 1996; 26: 1103-1109.

5. Gainer JH. Demonstration of Anaplasma marginale with the fluorescent dye, acridine orange; comparisons with the complementfixation test and Wright stain. Am J Vet Res. 1961; 22: 882-886.

6. Guglielmone AA, Anziani OS, Mangold A J, Volpogni MN, Voge A. Enrofloxacin to control Anaplasma marginale infections. Ann N Y Acad Sci. 1996; 791:471-472.

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10. Palmer GH, Brown WC, Rurangirwa FR. Antigenic variation in the persistence and transmission of the ehrlichia Anaplasma marginale. Microbes and Infections. 2000; 2:167.

11. Palmer GH, Rurangirwa FR, Kocan KM, Brown WC. Molecular basisfor vaccine developpement against ehrlichial pathogen Anaplasma marginale. Parasitol.Today.1999; 7: 281-286.

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15. 2º Taller Nacional de Control de la Garrapata. La Habana, Cuba, 2002.

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