Aislamiento bacteriológico postparto en vacas mestizas con puerperio normal y patológico

Los estudios bacteriológicos in vitro demuestran que en el útero postparto se encuentran poblaciones mixtas de bacterias, debido a que se presentan condiciones ideales para el crecimiento bacteriano (Olson et al., 1986). Durante el periodo puerperal que comienza desde el parto hasta que la pituitaria vuelve a responder a los estímulos de la GnRH, lo que ocurre de 7 a 14 días postparto (Eduvie et al., 1984; Griffin et al., 1974; Hussain et al., 1990; Olson et al., 1986) el número de bacterias se incrementa por varios días y luego decrece de acuerdo al progreso de la involución uterina.

Las anormalidades al parto que ocasionan la aparición de una metritis favorecen la aparición de microorganismos como el Actinomyces pyogenes y los anaerobios gram negativos (Eduvie et al., 1984; Griffin et al., 1974; Hussain et al., 1990; Olson et al., 1986; Paisley et al., 1986). Los coliformes y otras bacterias decrecen en número o son eliminadas del útero durante este periodo (Eduvie et al., 1984; Griffin et al., 1974; Hussain et al., 1990; Olson et al., 1986; Paisley et al., 1986; Ruder et al., 1981).

El objetivo del presente trabajo fue el estudio e identificación bacteriológica de microorganismos aislados del útero de vacas con puerperio normal y patológico (metritis), utilizando la técnica del hisopado uterino in vivo.

 

En la Estación Experimental “La Antonia”, perteneciente a la Facultad de Ciencias Veterinarias de la Universidad Central de Venezuela, ubicada en una zona de bosque húmedo tropical, se muestrearon 40 vacas, las cuales estuvieron sometidas al mismo régimen de manejo, alimentación y condiciones sanitarias durante el periodo de 30 meses que duró el ensayo.

Los animales se agruparon en vacas con puerperio normal (VPN: n = 13) y vacas con puerperio patológico (metritis postparto) (VPP: n = 27), las cuales fueron aquellas en quienes se determinaron alteraciones como la retención de membranas fetales (RMF), parto distócico, astitis y metritis.

Las muestras se tomaron entre 7 y 8 días postparto, a nivel intrauterin, utilizando un hisopo estéril de Teiglandr . Cada muestra se colocó en 5 mL de medio de Stuart y se trasladó al laboratorio, donde fueron sembradas por estrías sobre placas de Agar MacConkey, manitol sal agar (MSA), y por duplicado sobre placas de agar sangre con 5 % de sangre bovina y agar fenil etil alcohol (FEA), específico para aislar bacterias gram positivas mediante la inhibición del crecimiento de las gram negativas (MacFaddin, 1976; Osbaldinton)

Las placas de agar MacConkey y MAS se incubaron a 37 °C por 48 horas, una placa de agar sangre y otra de FEA se colocaron en campana de microaerofília con una atmósfera de 5 a 8 % de CO2 por 48 horas. Las otras dos placas se incubaron a 37 ° C en campana de anaerobósis, utilizando sobres Gaspakr por 72 horas. La identificación y clasificación se basa en los caracteres morfológicos, culturales y técnicas y pruebas bioquímicas destinadas para tal fin (MacFaddin, 1976; Osbaldinton) por el Laboratorio de Microbiología de la Facultad de Ciencias Veterinarias de la Universidad Central de Venezuela.

 

En las muestras de VPN no se logró crecimiento en el 31 % (4/3), mientras que en el otro grupo se aisló Streptococcus spp. en un 69 %, Escheerichia coli en un 15 % (2/13) y se encontraron combinados en un 8 % (1/3) no alslándose anaerobios.

En las muestras de VPP se aislaron aerobios en todos los casos y las bacterias aisladas fueron Streptococcus spp. en un 37 % (10/27). Escherichia coli en un 7 % (2/27). Streptococcus spp. combinado con Klebsiella spp. en 4 % (1/27), Streptococcus spp. combinado con Escherichia coli en un 52 % (14/17). En los casos más severos se aislaron anaerobios como el Clostridium sordelli en un 4 % (1/27), Fusobacterium spp. en 4 % (l/ 27), Bacteroides spp. en 4 % (1/27), Fusobacterium spp. combinado con Peptococcus spp. en 7 % (2/27), Bacteroides spp. con Peptococcus spp. en 4 % (1/27) Fusobacterium spp. en combinación con Bacteroides spp. en 7 % (2/27).

Estos resultados coinciden con lo reportado en la literatura (Hussain et al., 1990; Olson et al., 1986; Paisley et al., 1986). El útero postparto en condiciones normales elimina las poblaciones mixtas de bacterias mediante contracciones del miometrio, leucocitos uterinos y sustancias antibacterianas producidas por las glándulas uterinas (Paisley et al., 1986; Romainiukuwa, 1984).

Los aerobios aislados en los VPP son los patógenos facultativos más comúnmente aislados, como lo señalan algunos investigadores (Olson et al., 1986; Paisley et al., 1986). Estas mismas bacterias aisladas en VPN no presentan ningún problema durante el postparto, debido a los mecanismos señalados con anterioridad, lo que hace su número muy reducido y su acción patógena nula. La diferencia fundamental entre VPN y VPP radica en que estas últimas presentan poblaciones mixtas de bacterias aerobias y anaerobias, por lo cual la presencia de estos microorganismos y/o sus asociaciones son las responsables de los casos severos de inflamaciones del útero postparto, aunque pueden causar poco o ningúun efecto permanente sobre la fertilidad y en las ocasiones en que se presenta una metritis está frecuentemente asociada a la RMF (Hussain et al., 1990; Paisley et al., 1986; Ruder et al., 1981)

 

En las VPN sólo se aislaron bacterias aerobias, mientras que en las VPP se lograron aislar bacterias aerobias y anaerobias, demostrando la importancia de las asociaciones bacterianas y su potencial acción patógena sobre el útero postparto. Además se mostró la confiabilidad de la técnica del hisopado uterino in vivo para el estudio bacteriológico del útero bovino.

 

Blanchard, T. L., M. C. García, J. P. Hurtgen y R. M. Kenney. 1981. Comparison of two techniques for obtaining endometrial bacteriologic cultures in the mare. Theriogenology. 16: 85-93.

Eduvie, L. O., D. I. Osori, P. B. Addo y C. O. Njoku. 1984. Bacteriological investigation of the uterus postpartum: Relationships to involution and histopathological findings. Theriogenology. 5: 793-795.

Fariw, P. W., L. Ball, J. D. Olson, R. G. Mortimer, R. L. Jones. 1989. Effect of Actynomices pyogenes and gram negative anaerobic bacteria on the development of bovine pyometra. Theriogenology. 31: 974-984.

Griffin, J. F. T., P. J. Hartigan y W. R. Nunn. 1974. Nonspecific uterine infection and bovine fertility I. Interaction patterns and endometritis during the first seven weeks postpartum. Theriogenology. 1: 91-106.

Hussain, A. M., R. C. W. Daniel y D. Boyle. 1990. Postpartum uterine flora following normal and abnormal puerperium in cows. Theriogenology. 14: 291-302.

Messier, J. A., R. Higgins, Y. Couture y M. Morin. 1984. Comparison of swabbing and biopsy for studying the flora of the bovine uterus. The Canadian Veterinary Jounal. 25: 283-288.

MacFaddin, J. F. 1976. Biochemical test for identification of medical bacteria. Willams and Willians, Baltimore.

Olson, J. D., K. N. Bretzziaf, R. G. Mortimer y L. Ball. 1986. The metritis pyometra complex. En: D. A. Morrow, (Ed.). Current therapy in therlogenology. Editorlal W. B. Sanders Co. Philadelphia.

Osbaldinton, G. W. Técnicas de laboratorio en bacteriologia clinica veterinaria. Editorial Acribia. Zaragoza, España.

Paisley, L. G., W. D. Mickelsen y P. B. Andersen. 1986. Mechanisms and therapy for retained fetal membranes and uterine infections of cows: A review. Theriogenology. 25: 353-381.

Roomainiukuwa, K. 1984. Phagocytosis in the uterus. Proceedings Xth International Congress Animal Reproduction and Artificial Insemination. Urbana. Champaign IV. XI: 30-33.

Ruder, C. K., R. G. Susser, R. J. Williams, J. K. Ely, R. C. Bull y J. F. Butler. 1981. Uterine infection in the postpartum cow. II. Possible energetic effect of Fusobacterium macrophorum and Corynebacterium pyogenes. Theriogenology. 15: 573.580.