Descontaminar aflatoxinas en maíz

En México, el maíz (Zea mays L.) es uno de los cereales más importantes tanto para el consumo humano como animal. En el año 2021, la producción global de maíz grano creció a 1216 millones de toneladas, y México ocupó el séptimo lugar de producción mundial superando los 27 millones de toneladas [1]. Las variedades e híbridos de maíz se cosechan todo el año bajo diversas condiciones climáticas; por lo tanto, el manejo precosecha y poscosecha varía entre zonas geográficas, lo que afecta significativamente la calidad de los productos a base de maíz. Desafortunadamente, el maíz es invadido por hongos durante su desarrollo en el campo, así como durante el transporte y el almacenamiento; en consecuencia, uno de los factores que afecta la calidad sanitaria de los alimentos elaborados con este grano es la contaminación por micotoxinas  las cuales son producidas por ciertas especies de hongos, entre ellos Aspergillus flavus [2]. A. flavus es responsable de la producción de una serie de sustancias altamente tóxicas, de donde derivan su nombre: aflatoxinas. Se conocen veinte tipos de aflatoxinas; sin embargo, por orden de importancia, la principales son: la aflatoxina B₁ (AFB₁), la aflatoxina B₂ (AFB₂), la aflatoxina G₁ (AFG₁), y la aflatoxina G₂ (AFG₂). La AFB₁ es ampliamente estudiada debido a que es un potente hepatotóxico, hepatocarcinógeno, teratógeno y mutágeno de origen natural [3]. Los efectos de las aflatoxinas son similares en todos los animales; sin embargo, la susceptibilidad varía entre especies, edad, raza, sexo, y estado nutricional.

La susceptibilidad de las aves frente a las aflatoxinas tiene una gran variación, reconociendo a los patos como los más susceptibles, seguidos los pavos y las codornices, y los pollos como los menos susceptibles [4, 5]. La aflatoxicosis (intoxicación por aflatoxinas) se caracteriza por trastornos metabólicos, rechazo del alimento, alteración del índice de conversión alimenticia, disminución de la ganancia de peso, alteración en la adsorción de nutrientes, disminución del peso corporal e inmunosupresión, lo que conlleva a pérdidas económicas considerables. En este contexto, el alimento contaminado con aflatoxinas hoy en día es considerado un problema económicamente importante en el sector avícola.

Además, el consumo prolongado de AFB₁ se refleja en la calidad de otros alimentos como el huevo y la carne, lo que conlleva a un peligro potencial en la salud pública [6, 7]. Debido a esto, se han desarrollado diversas estrategias para evitar la presencia de las aflatoxinas en la cadena alimentaria basadas en mecanismos químicos, biológicos, y físicos; sin embargo, la prevención continúa siendo la medida más eficaz, aunque es muy difícil de lograr, dado que, las aflatoxinas son moléculas altamente estables. Es por esta razón que, es difícil aplicar tratamientos físicos o químicos sin que éstos lleguen a modificar la calidad nutricional de los alimentos. Por lo tanto, se han propuesto procedimientos de degradación prácticos y económicos; dichos procedimientos no solo deben reducir el contenido de micotoxinas a niveles "seguros" (por debajo de los límites permitidos), sino que también deben tener las siguientes características: fáciles de usar, económicos, libres de la posibilidad de formar compuestos más tóxicos o comprometer el valor nutricional del producto tratado [8].

En las tecnologías modernas de fabricación de alimentos, las materias primas se someten a tratamientos térmicos para mejorar la calidad de los productos procesados. Los tratamientos térmicos a nivel industrial degradan las micotoxinas hasta cierto punto durante el procesamiento. Sin embargo, la predicción de la reducción de las micotoxinas en relación con el tratamiento térmico depende de varios factores, que incluyen: el tipo y contenido de micotoxina, el grado de "unión" entre las micotoxinas y los constituyentes del alimento, la penetración del calor, el contenido de humedad, el pH, y las condiciones de procesamiento. No obstante, el tratamiento térmico es un mecanismo factible para reducir el contenido de micotoxinas en los alimentos. La radiación no ionizante, incluida las microondas (MO) y los infrarrojos (IR), ofrecen otras ventajas sobre el calentamiento convencional en condiciones similares. Por lo tanto, se ha demostrado que la integración de MO-IR con otros procesos abre nuevas opciones de descontaminación de alimentos. Previamente, nuestro equipo de trabajo realizó estudios que señalan que algunos ácidos orgánicos (cítrico y láctico) tienen un efecto destoxificante para tratar alimentos contaminados con aflatoxinas [9, 10]. Sin embargo, a la fecha, no se ha evaluado el uso del ácido tartárico en combinación con este método de procesamiento térmico (MO-IR) para inactivar a las aflatoxinas en el maíz contaminado destinado al consumo animal.

En consecuencia, el objetivo del presente estudio fue determinar el efecto de la aplicación de un tratamiento químico (acidificación con ácido tartárico acuoso) en combinación con un método físico (calentamiento con MO-IR) sobre la descontaminación de las aflatoxinas, y las propiedades fisicoquímicas, composicionales, y nutrimentales del maíz tratado, en un intento por desarrollar procedimientos de degradación prácticos, sencillos, económicos y respetuosos con el ambiente para la recuperación de materias primas contaminadas con aflatoxinas.

Precauciones de seguridad
Los procedimientos utilizados para la manipulación y descontaminación de los materiales contaminados con aflatoxinas se adoptaron a partir de las recomendaciones publicadas por la Agencia Internacional para la Investigación en Cáncer [11].

Reactivos
El ácido DL-2,3-dihidroxibutanodioico o tartárico (≥ 99.9% de pureza, fórmula química C4H6O6, peso molecular 150.09 g/mol) se obtuvo de Sigma Chemical Co. Ltd. (St. Louis, MO, USA). Todos los productos químicos utilizados fueron de grado reactivo analítico.

Grano de maíz
Se utilizó grano de maíz comercial AS-900 (Aspros Comercial, Cortázar, Guanajuato, México), libre de aflatoxinas, el cual fue cultivado y cosechado en Celaya-Guanajuato, México, con 11.12 ± 0.01% de contenido de humedad (CH) y un valor de pH de 6.02. En la Tabla 1 se muestran las propiedades fisicoquímicas, composicionales y nutricionales del grano de maíz.

Tabla 1. Propiedades fisicoquímicas, composicionales y nutricionales del grano de maíz (AS-900).

Aislamiento fúngico
La cepa del hongo A. flavus UNIGRAS-1231 (Colección de Cultivos de la Unidad de Investigación de Granos y Semillas de la Universidad Nacional Autónoma de México), se inoculó en cajas Petri con medio de cultivo Malta-Sal-Agar a 27°C durante 7 d. Esta cepa tiene la capacidad de producir AFB₁ y AFB₂, siendo la AFB₁ la más abundante representando hasta el 97% del contenido total de aflatoxinas [10].

Técnica de inoculación
Para inocular el grano de maíz se retiraron las esporas del hongo con una espátula. Se preparó una suspensión de esporas en agua estéril (2.1 L) con aproximadamente 100,000 conidios/mL y se usó para elevar el CH del grano. Esta cantidad de inóculo (≈8500 esporas/g de maíz) se determinó para eliminar la competencia con otros hongos de almacenamiento que potencialmente pueden crecer en las condiciones de incubación, de humedad y de temperatura empleadas. El CH del grano de maíz se ajustó a 18% y el grano se almacenó en contenedores de plástico (5 kg de maíz por repetición). Los contenedores se cubrieron con una película de polietileno para minimizar la pérdida de humedad del grano; sin embargo, a cada película se le realizaron diez perforaciones con un alfiler para evitar la acumulación de dióxido de carbono generado por la respiración de los granos y los hongos. Los contenedores se incubaron a 27°C durante 14 d. Después del período de incubación, el grano se sometió a una atmósfera de óxido de etileno a una concentración de 1000 mg/L durante 5 h, para detener el desarrollo del hongo y evitar la dispersión de esporas viables [8]. Finalmente, el grano se secó hasta aproximadamente 11.5%, se molió en un molino (Pulvex-200, malla 40, Pulvex S.A. México) para obtener un tamaño de partícula < 420 µm y éste se almacenó a 4°C para su posterior análisis.

Preparación de las muestras para la descontaminación de las aflatoxinas
Tratamiento químico: El CH de cada unidad experimental (1000 g de maíz) se ajustó al 35 y 40% mediante la adición de 367.5 ó 481.5 mL de agua destilada con 0, 20 ó 40 g de ácido tartárico. Las muestras se mezclaron a baja velocidad durante 15 min en un mezclador (modelo C-100, Hobart Corp. Troy, OH, USA). Posteriormente, las muestras se transfirieron a bolsas de polietileno opacas y se almacenaron a 4 °C durante 72 h para equilibrar la humedad.

Tratamiento físico: Se utilizó un horno combinado de MO-IR diseñado y fabricado por la UNAM-FESC (Figura 1). Este horno incluye una fuente de infrarrojo cercano (NIR) además de un diseño clásico de horno de microondas. La lámpara de halógeno ubicada en la parte superior operó a 1300 W, y la potencia de salida del magnetrón fue de 1650 W. Al igual que en los sistemas tradicionales de MO, el sistema cuenta con un plato giratorio para mejorar la uniformidad del calentamiento dentro de la cavidad (capacidad interna: 2 pies³). La muestra se colocó en el centro del plato giratorio en un recipiente de vidrio resistente a la radiación y el tratamiento térmico se realizó con una potencia de cocción del 100% durante 3 min. Solo se sometió a tratamiento una muestra (1000 g) a la vez. Las muestras procesadas se reposaron durante 1 h a temperatura ambiente y se almacenaron a 4 °C hasta su posterior análisis.

Figura 1. Esquematización del horno combinado MO-IR-. Lámpara de halógeno superior (1), microondas (2), plato giratorio (3) y control digital (4).

Cuantificación de las aflatoxinas
La cuantificación de aflatoxinas se llevó a cabo de acuerdo al método 991.31 de la AOAC [12], utilizando columnas de inmunoafinidad con anticuerpos monoclonales para AFB1 y AFB2. Las muestras (50 g) se extrajeron con 100 mL de metanolagua (80:20, v/v) y 5 g de NaCl usando una licuadora de laboratorio modelo 51BL30 (Waring, CT, USA). La mezcla se filtró a través de un papel filtro Whatman 1 y 5 mL se diluyeron en 20 mL de agua destilada. La preparación diluida se filtró a través de un filtro de microfibra, y 10 mL se pasaron por la columna de inmunoafinidad (Afla B, VICAM Science Technology, Watertown, MA, USA). Posteriormente, la columna se lavó dos veces con 10 mL de agua destilada y se secó con flujo de aire estéril. Las toxinas se eluyeron con 1 mL de metanol grado HPLC y se cuantificaron en un fluorómetro VICAM Series4EX (VICAM Source Scientific, Irvine, CA, USA), después de reaccionar con 1 mL de bromo acuoso al 0.002%. El límite de detección de aflatoxinas a través de la medición de fluorescencia es de aproximadamente 0.5 ng/g. Cuando el contenido total de aflatoxinas fue superior a 25 ng/g, se realizaron diluciones de los extractos antes de pasarlos por la columna de inmunoafinidad. Las determinaciones se realizaron por triplicado.

Comprobación de la recuperación de las aflatoxinas
El rendimiento del método 991.31 AOAC se evaluó mediante el porcentaje de recuperación de aflatoxinas utilizando el método HPLC en harinas de maíz enriquecidas con aflatoxinas, inyectando cuatro réplicas de seis contenidos diferentes de aflatoxinas (de 0.78, 1.56, 3.13, 6.25, 12.50 a 25 ng/g). Se utilizó un equipo Waters HPLC con dos bombas (Modelo 510. Waters Associates, Milford, MA), y una columna de fase reversa Waters nova-pak C18 (5 μm, 3.9 mm, 150 mm). Las muestras provenientes de las columnas de inmunoafinidad (20 μL) se inyectaron en el HPLC y se eluyeron isocráticamente con una fase móvil de ácido acético:acetonitrilo 12.5 mN (1:1, v/v) a una velocidad de flujo de 1 mL/min. Las aflatoxinas se detectaron fluorométricamente usando un detector de fluorescencia (Waters modelo 470), las longitudes de onda de excitación y emisión fueron 338 y 425 nm, respectivamente. Las aflatoxinas se identificaron por su tiempo de retención (Rt), en comparación con los de una solución de aflatoxina estándar en condiciones idénticas. La recuperación de las aflatoxinas para el método de columna de inmunoafinidad fue de 92 %, con un error estándar de 1.2 y un coeficiente de variación de 4.4 %.

Propiedades fisicoquímicas pH
El pH se determinó según el método AOAC 943.02 (AOAC, 2000). Brevemente, se suspendieron 10 g de muestra en 100 mL de agua destilada recién hervida. La suspensión se agitó (25 Hz, 25 ºC, 30 min) con un agitador orbital (Cole Parmer Model 21704-10, Vernon Hills, Illinois, USA). Después de 10 min, se decantó el líquido sobrenadante y se determinó inmediatamente el pH utilizando un medidor de pH, Modelo PC45 (Conductronic, Puebla, México). Las determinaciones se realizaron por triplicado.

Análisis composicional
Los siguientes análisis se realizaron por triplicado: CH (secado a 105 ºC durante 24 h); cenizas (incineración a 550 ºC); proteína cruda (micro-Kjeldahl, N × 6.25); grasa cruda (desgrasado en equipo Soxhlet con hexano); y fibra cruda (hidrólisis
ácida y alcalina), siguiendo los métodos oficiales 925.10, 923.03, 960.52, 920.39C y 962.09E, respectivamente [12].

Lisina
El análisis de lisina se realizó mediante el método descrito por López-Cervantes et al. [13] utilizando cromatografía de líquidos de alta resolución (Alliance HPLC, Waters Associates, Milford, Massachusetts, USA), equipado con una columna de fase reversa Waters nova-pak C18 (4 µm, 3.9 mm × 150 mm) mantenida a 38ºC. Se hidrolizaron muestras de harina (50 mg) a 110°C con 10 mL de HCl 6 mol/L durante 24 h. La muestra hidrolizada se filtró y el extracto se diluyó 200 veces con agua milliQ (EMD Millipore, Billerica, Massachusetts, USA). Una alícuota de 300 µL del extracto se secó y se derivatizó con la misma cantidad de 9-fluorenilmetil-cloroformiato (FMOC). Se inyectaron cantidades idénticas de estándar y de muestra (20 µL) en el HPLC y se eluyeron con una fase móvil de 30 mmol/L de fosfato de amonio (pH 6.5) en metanol/agua 15:85 (v/v); 15:85 (v/v) metanol/agua; y acetonitrilo/agua 90:10 (v/v), a una velocidad de flujo de 1.2 mL/min. La lisina se detectó e identificó fluorométricamente usando un detector de fluorescencia (Waters modelo 2475); las longitudes de onda de excitación y emisión fueron 270 y 316 nm, respectivamente.

Triptófano
El análisis de triptófano se realizó mediante un método colorimétrico. Las muestras de harina se desengrasaron con hexano en un extractor continuo tipo Soxhlet durante 6 h. Después de la evaporación con hexano, se llevaron a digestión 80 mg de muestra utilizando 3 mL de una solución de papaína de 4 mg/mL en 0.165 mol/L de acetato de sodio. Los tubos  se incubaron a 65ºC durante 16 h, se dejaron enfriar a temperatura ambiente y se centrifugaron a 3600g durante 10 min. Posteriormente, se transfirió cuidadosamente 1 mL del sobrenadante a un tubo limpio, y 3 mL del reactivo colorimétrico (0.1 mol/L de ácido glioxílico en 3.5 mol/L de H2SO4 + 1.8 mmol/L de FeCl36H20 + 15 mol/L de H2SO4) fue añadido. Las muestras se agitaron en un vortex (Genie Scientific Industries, Bohemia, NY, USA), se incubaron a 65 ºC durante 30 min y luego se dejaron enfriar a temperatura ambiente antes de leer su absorbancia a 560 nm en un espectrofotómetro (Beckman-Coulter DU-530 UV-visible (Beckman-Coulter, Brea, California, USA). Se construyó una curva de calibración utilizando triptófano estándar (Sigma-Aldrich, St. Louis, Missouri, USA). Ambos aminoácidos (lisina y triptófano) se analizaron por triplicado.

Digestibilidad in vitro de la proteína
La digestión in vitro de la proteína (PD) se realizó utilizando el método AOAC 982.30G [12]. Se utilizó una mezcla multienzimática compuesta por tripsina pancreática porcina tipo IX, peptidasa intestinal porcina grado I, α−quimotripsina pancreática bovina tipo II y proteasa bacteriana (Sigma, St. Louis, Missouri, USA). Como control se utilizó caseinato de sodio (10 g suspendidos en 200 mL de agua destilada y ajustados a pH 8 con NaOH). Con muestras de harina y agua destilada se prepararon 10 mL de una suspensión acuosa de proteína (10 mg N) con pH ajustado a 8, y se incubaron en baño maría a 37ºC durante 1 h. La mezcla multienzimática se mantuvo en un baño de hielo y se ajustó a pH 8. Mientras se agitaba, se agregó 1 mL de la solución multienzimática a la suspensión de proteína y 10 min después de la adición, se agregó 1 mL de proteasa bacteriana y luego se transfirió al baño maría a 55ºC durante 9 min. Exactamente, 19 min después de la reacción, los viales se transfirieron de nuevo al baño a 37ºC. La caída rápida del pH se registró automáticamente durante un período de 20 min usando un medidor de pH (Conductronic). El porcentaje de digestibilidad se calculó de la siguiente manera:

𝑃𝐷 = 234.84 − 22.56 (𝑣𝑎𝑙𝑜𝑟 𝑑𝑒 𝑝𝐻 ) (5)

donde: 234.84 es la intersección y 22.56 es la pendiente en la ecuación de la regresión lineal.

Diseño experimental y análisis estadístico
El experimento se condujo como un diseño factorial 2x3 completamente al azar, y las seis condiciones experimentales se llevaron a cabo con tres repeticiones. Los datos se evaluaron mediante un análisis de varianza (ANOVA) y las comparaciones de medias se realizaron de acuerdo con la prueba de Tukey utilizando el Sistema de Análisis Estadístico (SAS Institute, Cary, Carolina del Norte, USA). Se utilizó un valor de significancia de α = 0.05 para distinguir diferencias significativas entre los tratamientos.

Resultados
El CH del maíz contaminado y el tratado con el ácido tartárico (antes del tratamiento físico) alcanzó los niveles deseados: los promedios fueron de 35.26 y 40.03%, para las muestras ajustadas al 35 y 40% CH, respectivamente. Estos valores de CH se consideraron estables durante todo el período de equilibrio (Tabla 2).

La Tabla 2 también muestra el CH del maíz procesado físicamente. Se observaron diferencias estadísticas significativas (P < 0.05) en los valores de CH, las muestras procesadas sin acidificación presentaron los valores más bajos de CH (9.03 y 9.8% para las muestras ajustadas a 35 y 40 % de CH, respectivamente). Además, se registraron valores más altos para las muestras procesadas con la concentración máxima de ácido tartárico (4%, p/p), hasta 11.23 y hasta 10.84 %, para las muestras ajustadas a 35 y 40 % de CH, respectivamente. En general, a medida que aumentó la concentración de ácido tartárico, se registraron valores más altos de CH en el maíz tratado térmicamente. El procesamiento por combinación MOIR provocó reducciones en el CH de alrededor de 70.3 y 73.7%, cuando el maíz se procesó a 35 y 40 % de CH, respectivamente. Después del enfriamiento, estas muestras se volvieron más vítreas y muy estables, pudiéndose almacenar adecuadamente, lo que facilitaría el proceso y disminuiría los costos operativos.

Por otra parte, el pH del maíz (datos no presentados) fue esencialmente el mismo que el registrado para las muestras tratadas térmicamente (Tabla 2). A medida que se aumentó la concentración de ácido orgánico, se observaron valores de  pH más bajos. Las muestras sin adición de ácido (control), presentaron un valor de pH promedio de 5.99, mientras que los valores de pH más bajos de 2.81 y 2.79 se observaron en las muestras procesadas con la adición de ácido tartárico al 4% (p/p), las cuales se ajustaron a 35 y 40% CH, respectivamente.

Tabla 2. Efecto del ácido tartárico en combinación con la radiación no ionizante (MO-IR) en las propiedades fisicoquímicas del maíz descontaminado.

Por otro lado, el método AOAC utilizado para cuantificar las aflatoxinas tipo B en el maíz dio como resultado buenas recuperaciones de aflatoxina (92% con un error estándar de 1.2 y un valor de coeficiente de variación de 4.4%), estos resultados indicaron que la metodología utilizada fue aplicable. El contenido total de aflatoxinas B cuantificado en el grano de maíz inoculado fue de 140 ng/g (136 ng AFB1/g). En general, la cantidad de aflatoxinas B disminuyó a medida que se aumentó el CH y la concentración de ácido (P< 0.01) en el maíz tratado (Figura 2). Las muestras sin adición de ácido (control) procesadas a 30 y 40% de CH presentaron un valor promedio de aflatoxina de 98.7 ng/g, lo que corresponde a una degradación de aflatoxina del 29.5%. Por otra parte. las muestras ajustadas al 35% de CH presentaron un valor de aflatoxina de 79.3 ng/g, lo que corresponde a una reducción de aflatoxina del 43.4 %. Por el contrario, las muestras de maíz ajustadas al 40% de CH tuvieron un contenido de aflatoxinas de 62.9 ng/g, lo que correspondió a una degradación de aflatoxinas del 55.1%. Además, se produjo un promedio de 87.4% de degradación de aflatoxinas en las muestras procesadas a 35 y 40 % de CH, con la adición de 4 % (p/p) de ácido tartárico; dichas muestras presentaron un contenido promedio de aflatoxinas de 17.7 ng/g (Figura 2). 

Figura 2. Efecto del contenido de humedad (CH) y la adición de ácido tartárico en la reducción de aflatoxinas durante el tratamiento MO-IR.

Cajas y bigotes que no comparten un superíndice común difieren significativamente (P< 0.05).

En la Tabla 3 se muestra el efecto del ácido tartárico en combinación con la radiación no ionizante (MO-IR), sobre el análisis composicional del maíz contaminado con CH de 35% y 40%. En general, el porcentaje de las proteínas, los lípidos, las cenizas, la fibra cruda, y los sacáridos de las muestras de maíz tratadas y no tratadas (control) con el ácido tartárico a los dos porcentajes de inclusión (2 y 4%), no tuvieron diferencias estadísticas significativas entre las muestras con un CH de 35% y 40%.

Tabla 3. Efecto del ácido tartárico en combinación con la radiación no ionizante (MO-IR) sobre la composición del maíz descontaminado con aflatoxinas (AS-900)

Por otra parte, la Tabla 4 muestra el efecto del tratamiento fisicoquímico sobre las propiedades nutricionales del maíz. En cuanto al contenido promedio de lisina y triptófano, no hubo diferencia estadística significativa entre los tratamientos acidificados y procesados a 30 y 40% de CH. Las muestras sin la adición de ácido (control), procesadas a 30 y 40% de CH tampoco presentaron diferencias estadísticas significativas en el contenido de lisina y triptófano. Finalmente, se muestra la digestibilidad de la proteína del maíz, la cual no tuvo diferencias estadísticas significativas entre los tratamientos a los cuales se les agregó ácido tartárico (2 y 4%) con un CH de 35 y 40%. Sin embargo, este valor fue superior al observado en el maíz sin tratamiento.

Tabla 4. Efecto del ácido tartárico en combinación con la radiación no ionizante (MO-IR) sobre las propiedades nutricionales de maíz descontaminado con aflatoxinas

Discusión

Es bien sabido que los ácidos orgánicos tienen una baja tendencia a liberar sus iones H+ y se les asocia un fuerte sabor; en consecuencia, la suplementación con cantidades altas de ácidos orgánicos puede reducir el consumo de alimento debido a los cambios en la palatabilidad de la dieta. En esta investigación, la adición más alta de ácido tartárico al maíz (4%, p/p) podría ser tolerada con éxito por las aves, ya que la dilución de este material acidificado durante la preparación de la dieta podría ser una forma de reducir este efecto (Méndez-Albores et al. [9]; Salgado-Tránsito et al. [14] investigaron los efectos de diferentes niveles de ácido cítrico (0, 1.5 y 3%) sobre el rendimiento de cerdos mestizos al destete. En general, la adición de ácido cítrico mejoró la eficiencia alimenticia y la digestibilidad del calcio. Otros investigadores, concluyeron que los  ácidos orgánicos tienen un efecto positivo en el crecimiento, ya que la acidificación de la dieta aumenta la proteólisis gástrica y la digestibilidad de las proteínas al mejorar las actividades de las enzimas digestivas (Langhout, 2000). Además, los ácidos orgánicos también se conocen como conservadores efectivos que protegen a los alimentos almacenados contra el crecimiento indeseable de bacterias y de hongos y mejoran la calidad de los alimentos con el tiempo, lo que puede contribuir aún más a mejorar el rendimiento.

En el trabajo actual, se contaminó maíz con 140 ng/g de aflatoxinas; este valor total de aflatoxinas representa los contenidos que se pueden encontrar en el maíz comercial destinado al consumo animal, causando múltiples problemas de salud que incluyen: retraso en el crecimiento, lento aumento de peso, problemas respiratorios y reproductivos, diarrea, hemorragia, producción reducida de leche y huevos, inmunosupresión, con el consiguiente aumento de infecciones bacterianas y virales, incluso la muerte [4]. La degradación de aflatoxinas de las muestras sin adición de ácido (control) procesadas a 30 y 40% de CH, correspondieron a un 29.5%. Este porcentaje de degradación de las aflatoxinas podría deberse a que la radiación no ionizante en suficiente intensidad suele provocar un aumento de la temperatura, que suele ir acompañado de posibles cambios en la estructura química de las moléculas de aflatoxinas presentes en la matriz irradiada [16]. Sin embargo, es bien sabido que las aflatoxinas son relativamente estables al calor y no se destruyen por completo cuando se tratan térmicamente para producir alimentos, incluso cuando se utilizan temperaturas de hasta 200 °C durante la extrusión [9]. Por el contrario, las muestras ajustadas al 35% de CH presentaron una reducción de aflatoxina del 43.4 % y las ajustadas al 40% de CH tuvieron una reducción de aflatoxina del 55.1%. Esta notable diferencia en la reducción de aflatoxinas (12%) se debe principalmente al aumento del CH, ya que es bien sabido que una humedad más alta en combinación con valores de pH más bajos mejora la degradación de las aflatoxinas durante los tratamientos térmicos. Dado que el tiempo de residencia del producto fue de 3 minutos en este sistema experimental, las reducciones de las aflatoxinas tipo B (Figura 2), probablemente se deban a la combinación del tipo de radiación no ionizante (MO-IR), el CH y principalmente a la concentración de ácido tartárico que permitió el contacto con las aflatoxinas distribuidas a través de la harina de maíz favoreciendo la hidrólisis del anillo de lactona de las moléculas de aflatoxina [9]. Los informes en la literatura sobre el destino de las aflatoxinas usando esta combinación particular de tratamientos son aún escasos; sin embargo, se ha informado ampliamente sobre la degradación de aflatoxinas durante la extrusión con diferentes aditivos químicos. Cazzaniga et al. [17] reportaron que la extrusión de la harina de maíz a niveles bajos de AFB1 (50 ng/g), fue parcialmente exitosa (10-25%) para la descontaminación con la adición de metabisulfito (1%) a temperaturas de 150 y 180°C, respectivamente. Independientemente del CH y la temperatura, se encontraron degradaciones del 25 % cuando se agregó metabisulfito de sodio, pero solo del 10 al 25 % sin el aditivo.

Estudios previos indican que se requieren temperaturas más altas y tiempos de residencia más largos para reducir significativamente los niveles de aflatoxinas durante el procesamiento de los alimentos. Méndez Albores et al. [10] reportaron una degradación de aflatoxinas del 86% en alimentos para patos tratados con ácido cítrico acuoso 1N. Pérez-Flores et al. [18] informaron valores de degradación de aflatoxinas de hasta el 84% en sémola de maíz tratada en un campo de microondas durante 5.5 min con la adición de 0.5 % (p/p) de hidróxido de calcio. Elías-Orozco et al. [19] informaron que la extrusión de maíz contaminado con AFB1 (495 ng/g), AFM1 (402 ng/g) y aflatoxina B₁-8,9-dihidrodiol (30.4 ng/g) a 87 °C redujo los niveles en 46, 20 y 53%, respectivamente. Sin embargo, altos niveles de estos reactivos afectaron negativamente la calidad del producto final. En otro estudio, se demostró que el amoníaco, ya sea como hidróxido al 0.7 y 1.0% o como bicarbonato al 0.4%, fue eficaz para reducir los niveles de aflatoxinas en más del 95% durante la extrusión a 105°C [20]. En relación con las reducciones de aflatoxinas mencionadas anteriormente, se observa que la desintoxicación de materiales contaminados varía considerablemente, dependiendo de los parámetros del proceso de extrusión, tales como: configuración del tornillo, contenido de humedad de la alimentación, perfil de temperatura en las secciones del barril, velocidad del tornillo, tasa de alimentación , tiempo de residencia, configuración final de la matriz, contenido inicial de aflatoxinas y el uso de aditivos. En la investigación actual, la adición de ácido tartárico (2%, p/p) en el maíz molido resultó en una mejora moderada en la degradación; sin embargo, se observó una reducción más notable (hasta 87.4%) cuando el maíz se trató con 4% (p/p) de ácido tartárico.

Finalmente, en el presente estudio, no se encontraron diferencias estadísticas significativas en el análisis composicional y las propiedades nutricionales del maíz entre los tratamientos control y los acidificados con un procesamiento de CH de 35 y 40% (Tablas 3 y 4), excepto en la digestibilidad de la proteína, la cual se vio mejorada por efecto del procesamiento.
Estos resultados son similares a los reportadas previamente por otros investigadores [8, 18]. En general, estos hallazgos nos permiten afirmar que el maíz después de ser tratado con acidificación y la radiación no ionizante (MO-IR) para la degradación de aflatoxinas tipo B, puede ser utilizado con seguridad como ingrediente en las dietas de las aves.
Omogbenigun et al. [21] evaluaron el efecto de una dieta suplementada con ácidos orgánicos y fitasa microbiana en cerdos recién destetados, los autores demostraron que la dieta mejoró la digestión del fósforo y la digestibilidad de los aminoácidos en el íleon.

Mecanismo de degradación de AFB₁
La degradación de AFB₁ en las muestras de maíz puede deberse principalmente al tratamiento con ácido tartárico debido a que, en los procesos de acidificación, la estructura molecular de la AFB₁, principalmente el anillo de lactona se abre. En general, cuando la AFB1 está en un medio ácido, se cataliza la reacción y da lugar a la formación de una estructura conocida como estructura β-cetoácido, seguida de la hidrólisis del anillo de lactona de la AFB₁, produciendo aflatoxina D₁ (Figura 3).
La aflatoxina D₁ carece del grupo lactona debido a la descarboxilación de la forma abierta del anillo de lactona. Si el proceso de acidificación de la molécula de AFB₁ es más severo, se puede producir en menor cantidad un segundo compuesto, la aflatoxina D₂ . La aflatoxina D₂ retiene el difurano, pero carece tanto del carbonilo de la lactona como del anillo de ciclopentenona característicos de la molécula de AFB₁ (Figura 3). Con base en este mecanismo, se puede confirmar que la reacción entre el ácido tartárico y la AFB₁ conduce a la hidrólisis del anillo de lactona de la molécula de aflatoxina, generado dos compuestos con menor toxicidad que la estructura original.

Figura 3. Mecanismo propuesto para la degradación de AFB1 por acción del ácido tartárico.