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Hongo Trichoderma spp

Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos

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RESUMEN

Con el objetivo de evaluar el potencial del hongo Trichoderma spp, se llevaron a cabo dos bioensayos en el año 2006 en el Laboratorio de Microbiología de la Escuela Superior Politécnica Agropecuaria de Manabí Manuel Félix López (ESPAM MFL). En el primer bioensayo se evaluó la velocidad del crecimiento de Trichoderma spp., en dos medios de cultivo: Papa dextrosa agar (PDA), Agar extracto de malta (AEM). Se utilizaron ocho cepas de Trichoderma spp., aisladas de tres áreas de producción del campus de la ESPAM MFL, localizada en el sitio EL Limón, Calceta-Manabí. El diseño experimental utilizado fue un Completamente Aleatorizado (DCA) con tres réplicas. Los mejores resultados se obtuvieron en las cepas provenientes del área de cultivo de cacao TAC1 y TAC2, así como la perteneciente a la unidad de producción ecológica TAE1; y el medio de cultivo PDA. Estos materiales sirvieron de base para el bioensayo 2, en donde se midió la capacidad antagónica de las cepas seleccionadas en el bioensayo 1 frente a los fitopatógenos Fusarium spp., Sclerotinia spp., y Rhizopus spp., el diseño experimental utilizado fue un DCA con cuatro réplicas. Donde se corroboró que las cepas de Trichoderma spp. TAC1, TAC2 y TAE1, ejercen un control del 100% sobre los tres patógenos al quinto día evaluado. La que tiene mejores características para ser multiplicada y liberada en campo es la cepa TAC2, ya que su esporulación es mayor; esta característica es fundamental para que el hongo sea establecido con mayor rapidez en un campo determinado.

ABSTRACT

In order to evaluate the potential of the fungus Trichoderma spp. as a biological control agent of various phytopathogens affecting different cultivations during every cycle of evolution, two assays were carried out in the year 2006. The first assay evaluated the speed of rise of the Trichoderma spp., in two cultivations: 1) Papa Agar Dextrosa (PDA); and , 2) Agar Extract of Malta (AEM). The work procedure in this first phase of study was established using 8 “strains” of Trichoderma spp., insulate in three area of production in the Superior Polytechnic School of Manabí “Manuel Félix López” (ESPAM “MFL”) located in Calceta-Manabí, In this experiment a completely random design (CRD) was used with three replications. Two factors were studied. “Strains” of (Factor A) and “Culture Medias” (Factor B). The best results were obtained from the cacao crops TAC1 and TAC2, also from the ecological production TAE1 strains: and the PDA cultivation. Which were used subsequently in the bioassay 2. Where was evaluated the antagonist capacity of the selected strains in bioassay # 1 opposite to the phytopathogens Fusarium spp., Sclerotinia spp. and Rhizopus spp. It was established a completely random design (CRD) with four replications. Here it was confirmed “in vitro” where the Thichoderma spp., holds the control of 100% up the three phytopathogens in the fifth day of evaluation. In conclusion, the strains TAC1, TAE1 and TAC2 produces a good biological control “in vitro” of the phytopathogens used in this study; however, the strains codified as:TAC2 showed the best characteristic to be multiplied and liberated in the field, because of the higher sporulations observed during its development; this characteristic is fundamental so the fungus can be establish faster in the field.


INTRODUCCIÓN

El uso de microorganismos antagonistas de fitopatógenos habitantes del suelo, cobra cada vez más importancia ya que su aplicación no genera desequilibrios biológicos, y más bien regula o minimiza las poblaciones de fitopatógenos habitantes del suelo; esta acción de los antagonistas, indudablemente, conduce a la disminución o eliminación del uso de productos químicos que son nocivos para el entorno.

En nuestro país estos estudios son muy incipientes o se los ha realizado muy superfluamente, desaprovechando, de esta manera, la posibilidad de manejar problemas fitopatológicos a muy bajos costos y sin riesgos para el medio ambiente.

Para Baker, K. y Cook, J. (1983), se entiende por control biológico la reducción de la densidad o de las actividades productoras de enfermedades de un patógeno o parásito en su estado activo o durmiente, lograda de manera natural por medio de antagonistas a través de la manipulación del ambiente del patógeno que se quiere controlar, hablemos de control biológico haciendo referencia a la utilización de microorganismos antagonistas para el control de enfermedades, entendiéndose por antagonistas aquellos organismos que interfieren en la supervivencia o desarrollo de los patógenos.

Los autores antes mencionados manifiestan, que el control biológico involucraría todas aquellas prácticas tendientes a disminuir la incidencia de enfermedades, excluyendo el control químico. En la naturaleza existe una interacción continua entre los potenciales patógenos y sus antagonistas de forma tal que estos últimos contribuyen a que no haya enfermedad en la mayoría de los casos; es decir, el control biológico funciona naturalmente.

Rollán, et al., (1998), mencionan que en condiciones naturales los microorganismos están en un equilibrio dinámico en la superficie de las plantas. La disminución de la flora de competencia por prácticas agrícolas como lavado de frutos, aplicación de fungicidas, y desinfección de suelos entre otras, favorecen el desarrollo de los patógenos. La posibilidad de desarrollar y aplicar esta tecnología en el país debe ser estudiada, como una alternativa de manejo inocuo de problemas fitosanitarios causado por hongos habitantes del suelo, que parasitan las raíces de las plantas.

MATERIALES Y MÉTODOS

Este trabajo constó de dos bioensayos: En el bioensayo 1, se tomaron muestras de suelo a 20 cm de profundidad de tres diferentes áreas de producción de la ESPAM MFL, se las llevo al laboratorio donde se procedió a realizar una flora total de tres diluciones 10-1, 10-2 y 10-3 y se monitoreó durante 10 días, de donde se obtuvieron ocho cepas de Trichoderma spp., las que fueron codificadas de la siguiente manera: Área de producción convencional Cepa 1 TACv1, Cepa 2 TACv2. Área de cultivo de cacao Cepa 1 TAC1, Cepa 2 TAC2, Cepa 3 TAC3 y Cepa 4 TAC4. Área de producción Ecológica Cepa 1 TAE1 y Cepa 2 TAC2; las que fueron evaluadas estadísticamente para medir su velocidad de crecimiento y el medio de cultivo en el que los microorganismos se desarrollan de mejor manera, evaluando dos medios de cultivo PDA (Papa dextrosa agar) y AEM (Agar extracto de malta).

Experimento 1 Detalle de los tratamientos

En el Cuadro 1 se observan los tratamientos expresados con cada una de las claves de las cepas y los medios de cultivo correspondientes a cada uno. En la Foto 1 se observan cada una de las cepas en estudio en los respectivos medios de cultivo en su unidad experimental.

Diseño experimental

Se empleó el Diseño Completamente Aleatorizado (DCA), con tres réplicas. Con arreglo factorial A x B.

Manejo del experimento

Se tomaron discos de 7 mm de diámetro con un sacabocado de las 8 cepas del género Trichoderma spp. Se incubaron los tratamientos en la estufa a 270C durante 2 días, a partir de allí se evaluó: crecimiento en milímetro/día.- Con una regla estandarizada en milímetros se medió el diámetro de crecimiento de las colonias de Trichoderma spp., en sus respectivos tratamientos, cada 24 horas durante 2 días a partir de la siembra.

Morfología.- Al quinto día se observaron las cajas petri al microscopio con el objetivo de 40 X, para determinar algunas de las características de las cepas de Trichoderma spp., y los medios de cultivo en estudio en el bioensayo 1 como: forma del micelio, color del micelio, tipo de micelio, esporulación, color que adquiere el medio de cultivo y el olor que emite cada una de las cepas en estudio.

Análisis estadístico

Para determinar la diferencia estadística entre los tratamientos se utilizó el programa estadístico, paquete de diseños experimentales FAUANL de la Universidad de Nuevo León de México.

Para determinar si existía diferencia significativa entre los tratamientos se realizó una prueba de rangos múltiples de Tukey al p< 0.05.

Experimento 2

En el bioensayo 2, se evaluó la capacidad antagónica de las mejores cepas de Trichoderma spp., seleccionadas estadísticamente del bioensayo 1, las que fueron: TAC1= Trichoderma spp., Área de Cacao 1, TAE1= Trichoderma spp., Área Ecológica 1 y TAC2= Trichoderma spp., Área de Cacao 2 (Fig. 2), frente a Fusarium spp., Sclerotinia spp., y Rhizopus spp., aislados en el Laboratorio de microbiología de la ESPAM-MFL para este trabajo.

Detalle de los tratamientos

En el Cuadro 2, se expresa cada uno de los tratamientos del segundo bioensayo.

Manejo del experimento

Se tomaron discos de 7 mm de diámetro con un sacabocado de las 3 cepas de Trichoderma seleccionadas de los tres fitopatógenos en estudio, las cuales fueron sembradas de forma simultánea como lo indican los tratamientos. Luego se procedió a incubar los tratamientos en la estufa a 270C durante 5 días. En este lapso se procedió a evaluar el antagonismo. Con una regla estandarizada en (mm) se medió el diámetro de crecimiento de las cepas de Trichoderma spp., y cada uno de los fitopatógenos en su respectivo tratamiento cada 24 horas durante 5 días a partir de la siembra.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN Bioensayo 1.

En el cuadro 3, se observan las ocho cepas evaluadas en el bioensayo 1 de las cuales se seleccionaron tres que estadísticamente se encuentran en la primera categoría; dos fueron aisladas del área de producción del cacao (TAC1 y TAC2) y una del área de producción ecológica (TAE1). En estas áreas de producción no se usa agroquímicos de síntesis, los controles fitosanitarios y fertilizaciones son a base de productos artesanales y comerciales de origen biológico, lo que puede haber favorecido a que estas cepas hayan tenido mejor eficiencia en su crecimiento con relación a las del área de producción convencional que, por el alto uso de productos de síntesis química, se han intoxicado los suelos y debilitado la flora benéfica de los mismos.

En el cuadro 4, se presenta los promedios de crecimiento de las ocho cepas en cada uno de los medios de cultivo. Se puede apreciar la ventaja estadística del medio de cultivo PDA en los dos días de evaluación. Este tiene influencia, marcada sobre el crecimiento del hongo Trichoderma spp., corroborando lo que manifiesta Monzón y Rodríguez, (s.f.) en que el alto contenido de carbohidratos que contiene el medio de cultivo, condiciona a que los hongos tengan un mayor crecimiento, en detrimento de la esporulación que suele retrasarse hasta un mes. El coeficiente de variación en el bioensayo 1, en el día 1 es alto debido a la alta variabilidad de los materiales biológicos evaluados.

En el cuadro 5, se observan algunas de las características morfológicas más relevantes de las cepas en estudio, se aprecia que siete de las ocho cepas en estudio adquirieron, en la fase de multiplicación, una esporulación de coloración verde, lo cual corresponde a una característica específica para hongos del orden Trichoderma, como lo manifiesta Esposito y Da-Silva, (1998); Harman, (2001); Papavizas, (1985).

De las ocho cepas, las codificadas TAC1 y TAE1, emiten un aroma a coco corroborando lo expresado por Dennis y Webster, (s.f) citado por Biocontrol, (2005), en que una de la características de Trichoderma es el pronunciado aroma a coco que emite el medio de cultivo, lo que certifica que el hongo con que se trabajó pertenecía al género Trichoderma.

Bioensayo 2. Antagonismo de Trichoderma spp. (Cepa TAC1) frente a Fusarium spp., Sclerotinia spp. y Rhizopus spp., tratamientos 1, 2 y 3 que emite el medio de cultivo, lo que certifica que el hongo con que se trabajó pertenece a Trichoderma.

Como se puede apreciar en los gráficos 1, 2 y 3 en el primer día evaluado, el crecimiento de los dos hongos fue homogéneo, pero para los días 2 y 3 el crecimiento de Trichoderma spp., se incrementa mucho con relación al fitopatógeno, cubriendo la mayor parte del sustrato, en este caso PDA (Papa dextrosa agar), la velocidad del crecimiento que tiene Trichoderma spp., es aprovechada por este como un mecanismo de control biológico conocido como competencia de recurso vital, corroborando lo expresado por Tronsmo y Hhjeljord (1998); citado por Biocontrol, (2005). El tercer día evaluado es el momento en que se confronta el crecimiento del hongo benéfico con el fitopatógeno en la caja petri, es cuando comienza el mico-parasitismo, al cuarto y quinto día Fusarium spp; Sclerotinia spp. y Rhizopus spp., es invadido por las hifas de Trichoderma spp., en el medio de cultivo y este cambia de color, pasando de crema a un color anaranjado intenso (Foto 4), este fenómeno puede ser provocado por la liberación de enzimas que realiza Trichoderma spp., al momento que micoparasita al fitopatógeno, degradándolo y alimentándose de este, corroborando lo expresado por Harman, (2001).

El antagonismo de Trichoderma spp. (Cepa TAE1) frete a Fusarium spp., Sclerotinia spp., y Rhizopus spp., (Gráficos 4, 5 y 6) en los días evaluados tuvieron un comportamiento similar en cuanto a crecimiento y mecanismo de acción, con la diferencia que en estos tratamientos, no hubo cambio de coloración en los fitopatógenos como ocurrió en los tratamientos T1, T2 y T3, solo en el tratamiento T5 la cepa TAE1 al cuarto día evaluado, en el momento que Trichoderma spp., invadía la mitad del crecimiento de Sclerotinia spp., comenzó a esporular y al quinto día, cubrió por completo al fitopatógeno realizando una esporulación abundante sobre el (Foto 5), corroborando lo expresado por Biocontrol (2005), quien manifiesta que en estas pruebas se puede observar hiper parasitismo y en muchos casos incremento de la esporulación cuando Trichoderma spp., crece sobre la colonia del patógeno, siendo este uno de esos casos, degradándolo y alimentándose del fitopatógeno, corroborando lo expresado por Harman, G (2001).

En los Gráficos 8, 9 y 10 se observa que las cepas de Trichoderma (TAC2) y los patógenos tuvieron un comportamiento similar en cuanto a crecimiento y mecanismo de acción de Trichoderma spp., ejercido sobre Fusarium spp; Sclerotinia spp. y Rhizopus spp., con la diferencia que en estos tratamientos no hubo cambio de coloración en los fitopatógenos como ocurrió en los tratamientos T1, T2 y T3, pero en el tratamiento T9 la cepa TAC2 al quinto día evaluado, invadió por completo a Rhizopus spp., parasitándolo y realizando una esporulación abundante sobre este (Figura 6), corroborando lo expresado por Biocontrol (2005), quien manifiesta que en estas pruebas se puede observar hiperparasitismo y en muchos casos incremento de la esporulación cuando Trichoderma spp., crece sobre la colonia del patógeno, siendo este uno de esos casos, degradándolo y alimentándose del fitopatógeno, corroborando lo expresado por Harman., (2001).

En los histogramas de los tratamientos se puede observar la inhibición antagónica, competencia por el sustrato y el micoparasitismo que ejercen las cepas TAC1, TAE1 y TAC2 sobre los fitopatógenos, a partir del tercer día evaluado, corroborando lo expresado por De la Cruz, (1987), que la actividad antagónica de Trichoderma spp., contra hongos fitopatógenos en pruebas “in vitro” es eficiente, determinado que Trichoderma spp., paraliza el crecimiento de los hongos patógenos.

CONCLUSIONES

En nuestros suelos contamos con una excelente microfauna benéfica que puede ser aprovechada y multiplicada a nivel de laboratorio e inoculada en nuestros campos, hasta su establecimiento y así mantener el equilibrio natural de organismos fitopatógenos, sin el uso de agroquímicos.

El medio de cultivo PDA (Papa dextrosa agar) es el más apropiado para ser utilizado en trabajos de laboratorios relacionados con hongos. Las cepas TAC1, TAC2 y TAE1 fueron las mejores en cuanto a su velocidad de crecimiento en relación a las demás cepas en estudio.

Los hongos Fusarium spp., Sclerotinia spp., y Rhizopus spp., fueron inhibidas por las cepas TAC1, TAE1, TAC2, respectivamente.

El mecanismo de acción de las cepas de Trichoderma spp., en estudio fueron, primero por competencia del sustrato por su velocidad de crecimiento y liberación de gases que inhiben el crecimiento del fitopatógeno y luego por micoparasitismo con la eliminación total del organismo.

 
Autor/es
Manabi, Ecuador
Ing. Agrónomo
(9090)
(191)
Oscar Rebolledo Domínguez
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Villa De Alvarez, Colima, México
Doctor en Ciencias
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
08/11/2015 | Estimados, colegas participantes en el Foro, creo que debemos considerar, que el reto de la humanidad es producir sus propios alimentos. al parecer, la "frontera agrícola" ya está muy cerca; por lo las nuevas tecnología de producción de alimentos, tienden a aumentar la eficiencia de los sistemas agrícolas en el mundo; esto es, que en "poco tiempo", para la producción agrícola ya no se necesite suelo, sino solo sustrato como sostén de las plantas. Ejemplo de lo anterior, tenemos los sistemas de agricultura protegida y de precisión.
Ojalá me equivoque y que el suelo siga siendo por "mucho" tiempo el que permanezca como sustento para la agricultura; pero si no, entonces hay que prepararnos "para lo peor".
Si queremos producir alimentos con agricultura "como la hemos hecho hasta ahora"; al suelo, le debemos regresar la materia orgánica que le extraemos con las cosechas (fertilidad) .... ¿Cómo le devolvemos la fertilidad al suelo? ...
Juan Sartori
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Montevideo, Montevideo, Uruguay
Estudiante
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
08/11/2015 |


Estimado Jorge, podes conseguir TRICOTRAP el Trichoderma de NITRAP

Carlos Beloqui
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Atlantida, Canelones, Uruguay
Ing. Agrónomo
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
09/11/2015 | Estimados colegas y foristas:
Sin dudas el tema es sumamente interesante y vital si miramos hacia el futuro. Lo bueno es que lo estamos encarando en el presente.
Mi intervención tiene como objetivo consultar si alguien ha utilizado Trichoderma en procesos de compostaje de materiales orgánicos como estiércol vacuno y/o aviar.
Agradezco cualquier información al respecto ya que la Institución en la cual trabajo (Facultad de Ciencias Agrarias FCA-UDE) está llevando a cabo un proyecto sobre el uso de estos materiales y su impacto ambiental y en los rendimientos de diferentes cultivos.
Desde ya agradecido.
William Rodriguez
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San Salvador, San Salvador, El Salvador
Ing. Agrónomo Zootecnista
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
09/11/2015 | Yo tengo la solucion para devolverle a los suelos los nutrientes que nosotros le explotamos desde que el hombre invento la Agricultura yo puedo curar a cualquier cultivo de plagas y insectos dañinos y duplicar la produccion por unidad de area y lo puedo demostrar en la practica ,si alguien tiene interes en una demostacion mi correo es:william.r.1952@gmail.com

William Rodriguez
Investigador Independiente
En el sector de la Agricultura
Agustin Garcia
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Morelia, Michoacan de Ocampo, México
Técnico Agropecuario
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
09/11/2015 | Aquí en Michoacán se utilizan bacterias como trichoderma, basillus subtillis, azospirilum y combinamos con agrohomeopatia y se da mejor producción
Menores índices de enfermedades y lo más importante es inocuo tanto para los trabajadores como a las plantas y biosistema mejor cosecha y más rastrojos saludos
agustingarciax@gmail
Percy Mamani S.
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Lima, Lima, Perú
Ing. Agrónomo Msc Producción Agrícola
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
09/11/2015 | Estimados colegas,
Estimado Carlos; Trichoderma (hongo), Bacillius y Pseudomonas (ambas bacterias) son habitantes naturales del suelo.
El compost supresivo es una buena alternativa para aumentar la capacidad de resistencia de las plantas a la infección de patógenos; una experiencia que se desarrolló, es la utilización de Trichoderma en el proceso de elaboración de compost, durante el desarrollo del compost la temperatura se eleva hasta +/- 70°C, los fitopatogenos no sobreviven pasado los 40°C, incluso sus estructuras de conservación también son eliminadas con temperaturas cercanas a los 50°C; las estructuras de conservación en contacto con el agua de riego inician la germinación, generando que sean susceptibles a la acción de las altas temperaturas del compost.
El rastrojo que mejor resultado dio (mayor población de Trichoderma) fue el de algodón en comparación con los rastrojos de maíz y cebada.
Trichoderma fue incorporado en el segundo volteo del proceso de elaboración del compost.
Si necesitas acelerar el proceso de compostaje, podrías agregar el rumen de la vaca, el cual tiene una microflora mucho más rápido y eficaz para acelerar el proceso de compost.
El compost supresivos aplicados a nivel radicular como biofertilizante, genera y activa los mecanismos de resistencia a través de la síntesis del ácido jasmonico (Resistencia sistémica inducida). Considero que el suelo que albergara al compost debe tener matería orgánica en descomposición, el Ph debe estar cercano al alcalino-neutro y debe limitarse el uso de fertilizantes químicos porque estas sales desequilibran la microflora del suelo.
Esto se usa básicamente para hongos especialmente phytophthora , lasiodiplodia, fusarium, phytium, etc.
Una manera complementaria al compost supresivos, sería que emplees la biofumigación, el cual es la incorporación de plantas de la familia Brassica al suelo, entre campaña y campaña, podrías sembrar una brassica, luego antes que floree, lo incorporas como abono verde al suelo, esto va generar compuestos volátiles altamente toxicos (azufre) para patógenos como (Clavibacter michiganesnsis, Erwinia, Pseudomonas solanacearum, Fusarium oxysporum, Rhizoctonia solani, Verticillium dahliae, Phytophthora cryptogea, Pythium sp) y nematodos (Meloidogyne incognita, Meloidogyne javanica)
Espero haberte ayudado
Saludos
Percy Mamani Sánchez
Perú
Carlos Beloqui
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Atlantida, Canelones, Uruguay
Ing. Agrónomo
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
09/11/2015 | Gracias Percy, interesantes tus aportes, los tendré en cuenta.
Saludos
acastillo1065@gmail.com
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Mountain View, California, Estados Unidos de América
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
09/11/2015 | Lo bueno de esta información es saber que tenemos gran potencial en nuestro suelo y que trabajar con sepas locales por lo tanto tenemos que invertir tiempo en muestrear el suelo con el fin de obtener la sepa para el ataque plagas en nuestros cultivos y llevarlo ing.especialista en biotecnologia y los laboratorios que nos ayuden a identificar este potencialidad. Pero sin dejar de lado Como lo menciona el doctor Oscar Rebolledo que aplicar enmiendas orgánicas que ayuden a mejorar la relación de carbono en el suelo para el trichodema se establezca eficazmente.
Edwin Jiménez
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San Salvador, San Salvador, El Salvador
Asesor Técnico
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
10/11/2015 | Castillo

Puedes probar los productos Ergo Formulados con Carbono 12, son únicos en el mundo en su clase de tecnología, donde la enmienda la hace el Carbono 12. www.agroergo.com

Saludos

Edwin Jimenez
edwin4064@gmail.com
Otilio Mora Vargas
down arrow
Mercedes, San Jose, Costa Rica
Biólogo
Re: Cultivo In Vitro de Trichoderma spp. y su antagonismo frente a hongos fitopatógenos
07/01/2016 | Buenos días, amigos mi consulta es si existe documentación del uso de trichoderma para orquídeas(cattleyas, dendrobium, vandas) y si consideran sea bueno el uso para ese fin, gracias
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