Emergencia de virus ARN causales de enfermedades vesiculares, diarrea en lechones y problemas asociados a salud pública

Senecavirus A (SVA), anteriormente conocido como Seneca Valley Virus (SVV), es un virus ARN no envuelto, de cadena simple, de polaridad positiva, que pertenece al género Senecavirus y la familia Picornaviridae. Este virus fue primeramente descripto como contaminante de cultivos celulares PERC6 y de gran efecto citopático, por lo cual ha generado un gran interés como virus oncolítico para viroterapia de tumor neuroendocrinos. SVA codifica una poliproteína la cual es escindida postraduccionalmente en 4 proteínas estructurales VP1-VP4 y 7 proteínas no estructurales, 2a, 2c, 3a-3d. El rol patogénico de las proteínas de SVA es desconocida, pero sin embargo se considera que VP1 es la proteína con capacidad inmunogénica mas importante dentro de los virus de la familia Picornaviridae. La enfermedad idiopática vesicular (EIV), es una condición esporádica y transitoria que ha sido descripta en cerdos en confinamiento en Australia, Nueva Zelanda y los Estados Unidos.

No fue hasta el año 2007 que la presencia de SVA se asoció con la presencia EIV en un brote producido en Canadá. Más recientemente, SVA se detectó en brotes esporádicos de EIV en Estados Unidos, Brasil y China. Las lesiones observadas en casos de EIV asociadas con SVA están caracterizadas por formaciones de vesículas cutáneas, que progresan a áreas de ulceración cutánea, las cuales se pueden observar en bandas coronarias, plano nasal y cavidad nasal. Los animales afectados presentan fiebre transitoria con una duración de no más de 48 hs, asociada con cojeras. Las lesiones vesiculares producidas por SVA, no se pueden distinguir macroscópicamente de las causadas por otros virus vesiculares como el virus de aftosa, estomatis vesicular, enfermedad vesicular del cerdo y exantema vesicular del cerdo. Además, numerosos reportes han asociado la presencia de SVA con incremento de mortalidad en lechones con menos de 7 días de edad.

A pesar que la presencia de SVA se ha descrito en la población de cerdos en los Estados Unidos desde la década del 80, debido al aumento en la incidencia y distribución geográfica de casos de enfermedad vesicular asociados con la presencia de SVA, hoy se la considera una enfermedad infecciosa emergente. A partir de Julio del 2015 se observó un incremento de casos de enfermedad vesicular, así como mortalidad neonatal asociada con la presencia de SVA en los Estados unidos, Brasil y China. Las granjas afectadas reportaron un incremento de morbilidad y mortalidad neonatal que vario entre el 30% al 70%, afectando a cerdos con menos de 7 días de edad. La mortalidad neonatal asociada con SVA no presenta signos clínicos específicos, ni lesiones patognomónicas de esta infección. Sin embargo, SVA fue detectado consistentemente en numerosos tejidos (cerebro, tonsila, pulmón, bazo, riñón, intestino) así como en materia fecal, fluidos orales y suero. El análisis filogenético basado en el genoma completo o en la proteína VP1 ha mostrado que la cepa contemporánea de SVA detectada en los Estados Unidos forma un grupo filogenéticamente relacionado con la cepa descripta durante el 2015 en Brasil y es filogenéticamente distante de la cepa histórica de SVV descripta en los Estados Unidos.

Actualmente el diagnóstico de SVA está basado en la detección de ácido nucleico por la técnica de PCR. Las técnicas más comúnmente utilizadas tienen como objetivo la identificación de secuencias en la región que codifica la proteínaVP1 o secuencias de la región UTR5’. La confirmación diagnóstica se lleva a cabo por aislamiento viral en células CT, C6 o H466. Se han descriptos anticuerpos disponibles para diagnostico in situ por inmunohistoquímica y también se puede realizar el diagnostico in situ a través de la técnica de hibridación in situ. Previos reportes han demostrado la presencia de anticuerpos contra SVA a través de la técnica de ELISA competitivo y virus neutralización. La evaluación serológica mediante estas técnicas ha demostrado la presencia de anticuerpos contra SVA en roedores y también en rumiantes. Recientemente otros estudios han demostrado la presencia de anticuerpos contra SVA con la técnica de ELISA desarrollada partir de la proteína VP1 recombinante.

Hasta el momento no hay estudios que hallan evaluado la inmunidad contra SVA en forma experimental. En julio del 2015 un estudio longitudinal mostro el perfil serológico y de eliminación viral en una granja de reproductoras que presentó un brote de enfermedad vesicular e incremento de mortalidad neonatal. En este estudio la presencia de SVA se confirmó sistemáticamente en cerdas que presentaron lesiones vesiculares, así como en cerdas clínicamente normales. Ambos grupos de animales alojados en el mismo galpón de gestación. Luego del parto se evaluaron lechones de ambos grupos de cerdas. Durante esta investigación se observó que las lesiones vesiculares en cerdas eran transitorias y no duraba más de 2 semanas lo cual hace que el valor del diagnóstico clínico se reduzca rápidamente.

En contraste con la presencia de signos clínicos, los anticuerpos específicos contra SVA se detectaron en el 100% de los animales evaluados independientemente de su estatus clínico. Notablemente, los niveles de IgG en cerdas mostraron un incremento durante las tres primeras semanas después de las apariciones de lesiones vesiculares, lo cual sugiere el rol activo de SVA. La presencia de SVA se confirmó en diferentes especímenes (suero, hisopados de tonsila y materia fecal), sin embargo, la detección de ácido nucleico fue aleatoria entre los especímenes y los diferentes puntos muestréales sugiriendo inconsistencia en el patrón de eliminación, o una variación de la cantidad de virus en los especímenes evaluados. Hasta el momento no hay información clara relacionada con el patrón de viremia en animales naturalmente o experimentalmente infectados por SVA. En este trabajo la detección del ácido nucleico alcanzo valores indetectables tres semanas después del comienzo del cuadro clínico. Esto estuvo en concordancia con el momento que se detectó mayores niveles IgG específicos contra VP1-SVA. El patrón de IgG contra SVA que se observó en los lechones detectados por el ELISA-VP1 recombinante, mostro un perfil decreciente de anticuerpos desde la primera semana llegando a valores basales a las 6 semanas de vida, lo cual es consistente con un perfil de anticuerpos adquiridos por trasferencia pasiva. La viremia se detectó en lechones durante las tres primeras semanas de vida. No se sabe fehacientemente si lo anticuerpos detectados tempranamente son neutralizantes, lo cual podría ayudar a reducir la eliminación viral o presentación de la manifestación clínica, o solamente son IgG no neutralizantes. Sobre la base de este estudio clínico se puede concluir que la infección con SVA induce una respuesta inmune temprana en cerdas y que las cerdas afectadas durante la gestación pueden transmitir anticuerpos a sus crías. Sin embargo, el rol protector de los anticuerpos trasmitidos durante la lactancia se desconoce.

Finalmente, no hay información referente a la trasmisión de SVA. Estudio recientes ha demostrado la presencia de ácido nucleico de SVA en ratones capturados en áreas vecinas a granjas que presentaron brotes de enfermedad vesicular. Además, este mismo estudio demostró la presencia de ácido nucleico en mosca. Esto sugiere el rol de los roedores e insectos como posibles vectores de la enfermedad. Sin embargo, todavía no se han realizado estudios de transmisión para demostrar esta hipótesis. La presencia de SVA se ha detectado en numerosos fómites como camiones, muestras ambientales, lo que hace necesario incrementar las medidas de bioseguridad para disminuir la trasmisión de este agente. Sobre la base de la información presentada se puede concluir que SVA es un problema emergente. La importancia del diagnóstico de laboratorio radica no solo en la similitud de las lesiones con otras enfermedades vesiculares, sino también en el patrón inconsistente de eliminación viral. El patrón de eliminación viral hace necesario el uso de técnica serológicas para la confirmación diagnóstica de granjas afectadas, así como determinar la prevalencia intra-granja. La variación filogenética observada en las cepas de SVA detectada recientemente hace pensar que las nuevas variables de SVA son más patogénicas o que la respuesta inmune conferida por la infección con cepas históricas de SVV no induce protección cruzada con SVA.

 

En mayo del 2013 se reportó por primera vez un brote de diarrea epidémica porcina en USA. La mortalidad durante este brote alcanzo en muchos casos hasta un 100% en animales de menos de 10 días lo cual significo una pérdida económica de 8 millones de dólares. Durante estos brotes, el virus de diarrea epidémica porcina (PEDV) y delta coronavirus porcino (PDCoV) fueron aislados y caracterizados. A pesar de las intensas medidas de bioseguridad adoptadas para prevenir la diseminación de estos agentes y la implementación de planes de vacunación con vacunas aprobadas con licencia condicional, este brote ha continuado y se ha diseminado a muchos otros países, incluyendo México, Perú, República Dominicana, Canadá, Colombia, Ecuador y Ucrania. Sin embargo, a pesar de todos los esfuerzos diagnósticos y de medidas de bioseguridad implementadas después de la aparición de coronavirus entérico porcino, se siguieron observando brotes de cuadros entéricos neonatales asociados con alta mortalidad sin diagnostico etiológico especifico. Investigaciones recientes han demostrado que el orthoreovirus-3 (MRV3) puede estar asociado con cuadros entéricos neonatales. Previos reportes han asociado este virus con cuadros entéricos y cuadros respiratorios en lechones. Recientemente MRV3 se ha detectado en heces y en harina de sangre deshidratada. MRV3 aislado de alimento se ha utilizado para reproducir la enfermedad experimentalmente causando diarrea severa y gastroenteritis aguda. 

El orthoreovirus mamífero (MRV) es un virus ARN, no envuelto de cadena doble, perteneciente a la familia reoviridae la cual está compuesta de 15 géneros virales. Su estructura genómica está compuesta de 10 segmentos virales los cuales codifican entre 12 y 13 proteínas. El orthoreovirus ha sido aislado de una gran variedad de animales; incluyendo murciélagos, aves, gatos, reptiles, cerdos y humanos. Debido a la organización genética de este virus, se cree que hay una predisposición al reordenamiento intragenico. El intercambio de segmentos de ARN entre distintos virus de esta familia puede llevar a generar una gran diversidad molecular y evolución viral con lo que se podría esperar un incremento en la virulencia, así como un incremento en el rango de hospedadores afectados. A pesar de este reciente hallazgo relacionado con MRV3 en el pasado, escasos reportes han asociado los
serotipos MRV1 y MRV3 con enteritis, neumonía y encefalitis debido a infecciones naturales en cerdos. Debido al gran rango de hospedadores que puede afectar MRV3 su potencial carácter zoonotico ha tomado un papel muy importante.

Poco se conoce de la transmisión y patogenia de este virus. Recientemente el análisis de harina de sangre proveniente de diferentes orígenes de manufactura, así como materia fecal de cerdos con diarrea epidémica de granjas provenientes de Carolina del Norte, Minnesota y Iowa, demostró la presencia de MRV3-S1. Subsecuentes intentos de aislamientos viral demostraron severo efecto citopático y formación de sincitia en células BHK21 entre 48 y 72 horas pos infección, característico por la infección con MRV. Se observó que más del 80% de las muestras de harina de carne, así como un 37,5% de muestras de materia fecal originadas en casos de coronavirus entérico porcino fueron positivas a esta nueva variable de MRV3.

En este trabajo también se demostró que esta nueva cepa de MRV3 es altamente patogénico en cerdos neonatos y que puede producir enfermedad entérica letal. Animales experimentalmente infectados con virus obtenido de harina de carne contaminada, desarrollaron enfermedad clínica severa caracterizada por pérdida de actividad física, diarrea severa y pérdida de peso corporal. Después de la infección los signos clínicos aparecieron rápidamente entre uno y tres días post infección. Las lesiones anatomopatológicas fueron desde enteritis catarral hasta intususcepción. Histológicamente las lesiones no se diferencian mayormente de otra patología entérica de etiología viral. Las lesiones predominantes son acortamiento y fusión de las vellosidades con una relación cripta/vellosidad de 1:1 a 1:4. Se observó formación de sincitia a nivel de epitelio intestinal, edema intracitoplasmico, y necrosis multifocal de la mucosa intestinal. Otros cambios histológicos secundarios asociados con la infección por MRV3 estuvieron caracterizados por presencia de cilindros proteicos intratubulares en riñón, lipidosis hepática, y también bronconeumonía supurativa.

Ultraestructuralmente se observó que las células sincitiales multinucleadas presentaron cuerpos apoptóticos. Las partículas virales se localizaron en regiones del citoplasma que no contienen las típicas estructuras de organelas. Una gran cantidad de partículas virales, son eliminadas debido al efecto citolitico de MRV3 en los enterocitos. La replicación viral en el intestino y la eliminación del virus en las heces de cerdos infectados se confirmó por aislamiento viral en cultivo celular y por detección de segmento S1 por RT-PCR. 

A pesar que se ha demostrado experimentalmente que MRV3 puede causar diarrea clínica, datos sobe la prevalencia de esta infección en casos de campo es limitada o desconocida en muchos países. Estudios realizados en Corea demostraron que la prevalencia de orthoreovirus fue del 19% en muestras de materia fecal obtenidas en cuadros de diarrea y que la prevalencia de establecimientos afectados fue de 51%. Todavía queda por demostrar si en condiciones de campo MRV3 porcino es responsable primario o necesita la asociación con otros virus, como coronavirus porcino, para causar cuadros de diarrea epidémica en lechones. En el mismo estudio realizado en Corea se observó que el 93.3% de muestras positivas fueron también positivas a otros patógenos.

En conclusión, se ha determinado el rol patogénico de MRV3 en cerdos y la potencial infección a partir de materias primas contaminadas con este virus. Sin embargo, más estudios serán necesarios para determinar la prevalencia de MRV3, su papel como patógeno primario, así como patógeno secundario asociado a la presencia de infecciones primarias causadas por otro patógenos entéricos. Es importante también monitorear y desarrollar medidas para disminuir o desactivar este patógeno en la materia prima y establecer su papel en la transmisión a piaras porcinas. Por último, se destaca que debería considerarse el potencial carácter zoonotico de este patógeno.

 

El virus de hepatitis E (HEV) es una de las causas más comunes de hepatitis aguda que afecta a seres humanos en el mundo. Desde la primera descripción de un brote de HEV en 1956, se han reportado brotes esporádicos de esta enfermad en humanos en numerosos países, principalmente en áreas con programas sanitarios deficientes. El carácter zoonotico de esta enfermedad es muy importante debido al contagio por consumo de carne mal cocida contaminada con HEV. A pesar que la infección con HEV se considera autolimitante hay un grupo de pacientes de alto riesgo, el que incluye mujeres embarazadas y pacientes inmunocomprometidos, en el cual la mortalidad puede alcanzar un 30% de los pacientes afectados.

El HEV pertenece a la familia Hepeviridae, la cual recientemente se ha sugerido dividirla en Orthohepevirus (cepas que afectan a las aves y mamíferos) y Piscihepeviru (cepas que afectan a las truchas). A su vez los miembros de la familia Orthohepevirus se subdivide en cuatro grupos denominados A-B-C-o D. El grupo A está compuesto por aislamientos en humanos, cerdos comerciales, cerdos salvajes, ciervos, conejos y camellos, el grupo B incluye aislamientos aviares, el grupo C en ratas, bandicuts, musarañas, hurones, y visones y el grupo D incluye aislamientos en murciélagos. Este es un virus ARN de cadena simple y polaridad positiva compuesto por tres marcos de lecturas (ORF-1-3) donde el marco 2 y 3 presenta una región solapada, y un UTR 5’. El ORF1 codifica para la mayoría de las proteínas no-estructurales, así como todas las enzimas necesarias para su replicación, el
ORF2 codifica la cápside viral y el ORF3 codifica una pequeña fosfoproteína accesoria la cual se le ha atribuido más de una docena de funciones, pero se cree que es esencial para la replicación en Rhesus macaques y cerdos.

El primer caso de hepatitis descripta en animales fue descubierto en el cerdo en el año 1997. El aislamiento y secuenciación de este primer virus detectado en cerdos demostró que estaba genéticamente relacionadas con dos cepas humanas previamente aisladas en los Estados Unidos y que además tenían reacción cruzada contra anticuerpos de la cápside de cepas humanas. La infección cruzada entre especies se demostrado experimentalmente entre cerdos y chimpancé, mientras que la cepa US-2 aislada en humanos también demostró su infectividad en cerdos. Con estos antecedentes el cerdo tiene un papel importante como portador y de ahí el potencial zoonótico y xenozoonótico de la infección con HEV en cerdos. La presencia de este virus en granjas de producción porcina se ha reportado en la mayoría de los países productores de cerdos. Estudios realizados en Canadá han detectado HEV ARN en materia fecal y plasma en el 98% y el 43% de las muestras evaluadas respectivamente. Otros estudios de seroprevalencia detectaron un 88% de cerdos positivos en Quebec, 80.1% en Ontario y 25% en la Isla del Príncipe Eduardo. En Japón se evaluaron un total 3925 cerdos de entre 1 a 6 meses de edad observándose que un 93% (109/117) de las granjas y un 57% de los cerdos evaluados presentaron IgG anti HEV y que a los 6 meses de edad el 84% de los animales fueron seropositivos. Otros estudios realizados en Japón han demostrado que el virus esta también ampliamente distribuido en la población de cerdos salvajes observándose entre un 4-5% a un 34% de animales seropositivos, y entre un 11% a un 13.3% en animales positivos por PCR. En Holanda se observó la mayor prevalencia por PCR en sueros (53%) en una granja de flujo continuo que criaba animales desde las 5 a las 27 semanas de edad. Por otro lado, un estudio retrospectivo en España demostró que el 98% (204/210) de las granjas evaluadas en 1985 fueron seropositivas, lo cual indica que el virus ha sido endémico en Europa por un largo periodo de tiempo. En un relevamiento llevado a cabo en del 2003, a partir de cerdos de 2-3 meses de edad demostró que el 80% al 100% de los animales comerciales son positivos en los Estados Unidos. Otro estudio, donde se evaluó la presencia de HEV en las fosas de materia fecal, así como las lagunas de desecho mostraron una alta presencia del virus en las granjas evaluadas. Luego se demostró que el virus detectado por PCR fue infectivo, produciendo no solo lesiones, pero también seroconversión en cerdos experimentalmente infectados. En el mismo estudio, se evaluaron todas las fuentes de agua de consumo de los animales obteniendo resultados negativos. Así se pude concluir que las fosas y las lagunas de desecho pueden ser un reservorio importante del virus en la granja; perpetuando la infección y la recirculación viral. En un estudio llevado a cabo en Argentina durante el año 2006, HEV fue detectado en Carmen de Patagones (Buenos Aires), Esperanza (Santa Fe), Pedernera (San Luis), Sierra Grande (Rio Negro) y Neuquen (Neuquen).

Este estudio demostró por primera vez la circulación de HEV en cerdos en Sudamérica. La seroprevalencia en este estudió vario del 5% al 58%, siendo más alta en animales de aproximadamente 6 meses de edad. El virus de HEV se considera endémico en Suramérica y se ha detectado en piaras asintomáticas en Brasil y Colombia.

El modelo de hepatitis en cerdo ha sido de tremenda importancia para el estudio de esta enfermedad. A pesar que el cerdo no desarrolla signos clínicos, este modelo ha sido de gran utilidad para estudiar replicación viral, patogenicidad, e infección cruzada entre especies. Los signos clínicos en los cerdos afectados son generalmente ausentes o inaparentes, los animales infectados desarrollan lesiones histológicas características en hígado y linfonodos asociados. 

Las lesiones están caracterizadas por hepatitis linfoplasmocitaria periportal y necrosis hepatocelular moderada. Durante un estudio de infección experimental no se pudieron detectar lesiones macroscópicas en los siguientes tejidos, hígado, riñón, bazo, intestino delgado y grueso, tonsila y páncreas. Sin embrago las lesiones histológicas caracterizadas por hepatitis y enteritis linfoplasmocitaria, y nefritis intersticial linfoplasmocitaria fueron consistente en todos los animales estudiados. Las lesiones anatomopatológicas no ha sido estudiadas en cerdos salvajes, sin embargo, debido a la similitud entre las cepas que afecta tanto a cerdos comerciales como a cerdos salvajes se cree que los efectos patológicos de HEV son similares.

Los cerdos comerciales son generalmente infectados entre los 2 y los 4 meses de edad, presentado viremia por un corto periodo que dura de una a dos semanas, seguido por un periodo de eliminación viral que dura entre tres a sietes semanas. En granjas endémicas se observó que a las 18 semanas de edad el 86% de los animales ya se ha encontrado infectado.

La fuente de infección se cree que es vía fecal-oral debido a la gran cantidad de virus que es eliminado en la materia fecal. En cerdos naive se ha observado que el virus se puede diseminar a través del contacto directo o por la contaminación del alimento y el agua con materia fecal. Después que los anticuerpos maternales desaparecen aproximadamente a las 8 semanas de vida, los lechones se infectan con HEV y seroconvierten observándose una
producción de IgM anti HEV que alcanza su pico junto con el momento de máxima eliminación viral, seguido por una la producción de IgG la cual llega a su pico a los 4 meses de edad con la subsecuente desaparición del virus en la materia fecal.

Como conclusión el cerdo es uno de los mejores candidatos para el estudio de HEV humana, ya que puede desarrollar la infección experimental con los genotipos E y D y también actúa con el mayor reservorio viral para la infección a través de los alimentos a humanos. Por lo tanto, la ocurrencia natural de infección con HEV en cerdos ha sido muy importante para el estudio de varios aspectos de la infección con HEV como replicación viral, patogenia, infección cruzada entre especies. La infección natural en cerdos con HEV parece no jugar un papel importante como causal de enfermedad clínica la cual pueda llegar a afectar parámetros productivos. Sin embargo, el potencial carácter zoonotico de esta infección hace que debamos aumentar las medidas de vigilancia en los sistemas de producción. 

 

 

Enfermedades vesiculares. Senecavirus A
1. Amass, S.F., Schneider, J.L., Miller, C.A., Shawky, S.A., Stevenson, G.W., Woodruff:, M.E., 2004. Idiopathic vesicular disease in a swine herd in Indiana. Journal of Swine Health and Production 12, 192-196.
2. Bracht, A.J., O'Hearn, E.S., Fabian, A.W., Barrette, R.W., Sayed, A., 2016. Real-Time Reverse Transcription PCR Assay for Detection of Senecavirus A in Swine Vesicular Diagnostic Specimens. PLoS One 11, e0146211.
3. Canning, P., Canon, A., Bates, J.L., Gerardy, K., Linhares, D.C.L., Piñeyro, P.E., Schwartz, K.J., Yoon, K.J., Rademacher, C.J., Holtkamp, D., Karriker, L., 2016. Neonatal Mortality, Vesicular Lesions and Lameness Associated with Senecavirus A in a U.S. Sow Farm. Transboundary and Emerging Diseases, n/a-n/a.
4. Gimenez-Lirola, L.G., Rademacher, C., Linhares, D., Harmon, K., Rotolo, M., Sun, Y., Baum, D.H., Zimmerman, J., Piñeyro, P., 2016. Serological and Molecular detection of Senecavirus A associated with an outbreak of Swine Idiopathic Vesicular Disease and Neonatal Mortality. Journal of Clinical Microbiology.
5. Hales, L.M., Jones, B.H., Vasko, A.-J., Knowles, N.J., Police, S.R., Hallenbeck, P.L., 2006. 481. EPIDEMIOLOGY of Seneca Valley Virus (SVV-001), a Novel Oncolytic Picornavirus for the Systemic Treatment of Patients with Solid Cancers with Neuroendocrine Features. Mol Ther 13, S187-S187.
6. Hales, L.M., Knowles, N.J., Reddy, P.S., Xu, L., Hay, C., Hallenbeck, P.L., 2008. Complete genome sequence analysis of Seneca Valley virus-001, a novel oncolytic picornavirus. Journal of General Virology 89, 1265-1275.
7. Leme, R.A., Zotti, E., Alcântara, B.K., Oliveira, M.V., Freitas, L.A., Alfieri, A.F., Alfieri, A.A., 2015. Senecavirus A: An Emerging Vesicular Infection in Brazilian Pig Herds. Transboundary and Emerging Diseases 62, 603-611.
8. Livak, K.J., Schmittgen, T.D., 2001. Analysis of Relative Gene Expression Data Using Real-Time Quantitative PCR and the 2−ΔΔCT Method. Methods 25, 402-408.
9. Montgomery, J.F., Oliver, R.E., Poole, W.S., 1987a. A vesiculo-bullous disease in pigs resembling foot and mouth disease. I. Field cases. New Zealand veterinary journal 35, 21- 26.
10. Montgomery, J.F., Oliver, R.E., Poole, W.S.H., 1987b. A vesiculo-bullous disease in pigs resembling foot and mouth disease I. Field cases. New Zealand Veterinary Journal 35, 21- 26.  
11. Munday, B.L., Ryan, F.B., 1982. Vesicular lesions in swine — possible association with the feeding of marine products. Australian Veterinary Journal 59, 193-193.
12. Pasma, T., Davidson, S., Shaw, S.L., 2008. Idiopathic vesicular disease in swine in Manitoba. The Canadian Veterinary Journal 49, 84-85.
13. Poirier, J.T., Reddy, P.S., Idamakanti, N., Li, S.S., Stump, K.L., Burroughs, K.D., Hallenbeck, P.L., Rudin, C.M., 2012. Characterization of a full-length infectious cDNA clone and a GFP reporter derivative of the oncolytic picornavirus SVV-001. Journal of General Virology 93, 2606-2613.
14. Singh, K., Corner, S., Clark, S., Scherba, G., Fredrickson, R., 2012. Seneca Valley Virus and Vesicular Lesions in a Pig with Idiopathic Vesicular Disease. J Vet Sci Technol 3, 123.
15. Vannucci, F.A., Linhares, D.C., Barcellos, D.E., Lam, H.C., Collins, J., Marthaler, D., 2015. Identification and Complete Genome of Seneca Valley Virus in Vesicular Fluid and Sera of Pigs Affected with Idiopathic Vesicular Disease, Brazil. Transbound Emerg Dis 62, 589-593.
16. Venkataraman, S., Reddy, S.P., Loo, J., Idamakanti, N., Hallenbeck, P.L., Reddy, V.S., 2008. Structure of Seneca Valley Virus-001: An Oncolytic Picornavirus Representing a New Genus. Structure 16, 1555-1561.
17. Willcocks, M.M., Locker, N., Gomwalk, Z., Royall, E., Bakhshesh, M., Belsham, G.J., Idamakanti, N., Burroughs, K.D., Reddy, P.S., Hallenbeck, P.L., Roberts, L.O., 2011. Structural Features of the Seneca Valley Virus Internal Ribosome Entry Site (IRES) Element: a Picornavirus with a Pestivirus-Like IRES. Journal of Virology 85, 4452-4461.
18. Wu, Q., Zhao, X., Chen, Y., He, X., Zhang, G., Ma, J., 2016. Complete Genome Sequence of Seneca Valley Virus CH-01-2015 Identified in China. Genome Announcements 4.
19. Yang, M., van Bruggen, R., Xu, W., 2012. Generation and diagnostic application of monoclonal antibodies against Seneca Valley virus. J Vet Diagn Invest 24, 42-50.
20. Zhang, J., Piñeyro, P., Chen, Q., Zheng, Y., Li, G., Rademacher, C., Derscheid, R., Guo, B., Yoon, K.-J., Madson, D., Gauger, P., Schwartz, K., Harmon, K., Linhares, D., Main, R., 2015. Full-Length Genome Sequences of Senecavirus A from Recent Idiopathic Vesicular Disease Outbreaks in U.S. Swine. Genome Announcements 3. 

Diarrea en lechones. Orthoreovirus
1. Elazhary, M.A., Morin, M., Derbyshire, J.B., Lagace, A., Berthiaume, L., Corbeil, M., 1978. The experimental infection of piglets with a porcine reovirus. Research in veterinary science 25, 16-20.
2. Fukutomi, T., Sanekata, T., Akashi, H., 1996. Isolation of reovirus type 2 from diarrheal feces of pigs. The Journal of veterinary medical science / the Japanese Society of Veterinary Science 58, 555-557.
3. Hirahara, T., Yasuhara, H., Matsui, O., Kodama, K., Nakai, M., Sasaki, N., 1988. Characteristics of reovirus type 1 from the respiratory tract of pigs in Japan. Nihon juigaku zasshi. The Japanese journal of veterinary science 50, 353-361.
4. Kwon, H.-J., Kim, H.-H., Kim, H.-J., Park, J.-G., Son, K.-Y., Jung, J., Lee, W.S., Cho, K.-O., Park, S.-J., Kang, M.-I., 2012. Detection and molecular chracterization of porcine type 3 orthoreoviruses circulating in South Korea. Veterinary Microbiology 157, 456- 463.
5. Lecce, J.G., King, M.W., Mock, R., 1976. Reovirus-like agent associated with fatal diarrhea in neonatal pigs. Infection and Immunity 14, 816-825.
6. McNulty, M.S., Pearson, G.R., McFerran, J.B., Collins, D.S., Allan, G.M., 1976. A reovirus-like agent (rotavirus) associated with diarrhoea in neonatal pigs. Veterinary Microbiology 1, 55-63.
7. Thimmasandra Narayanappa, A., Sooryanarain, H., Deventhiran, J., Cao, D., Ammayappan Venkatachalam, B., Kambiranda, D., LeRoith, T., Heffron, C.L., Lindstrom, N., Hall, K., Jobst, P., Sexton, C., Meng, X.-J., Elankumaran, S., 2015. A  Novel Pathogenic Mammalian Orthoreovirus from Diarrheic Pigs and Swine Blood Meal in the United States. mBio 6.
8. Zhang, C., Liu, L., Wang, P., Liu, S., Lin, W., Hu, F., Wu, W., Chen, W., Cui, S., 2011. A potentially novel reovirus isolated from swine in northeastern China in 2007. Virus Genes 43, 342-349.

Problemas asociados a salud pública. Virus de Hepatitis E
1. Banks, M., Heath, G.S., Grierson, S.S., King, D.P., Gresham, A., Girones, R., Widen, F., Harrison, T.J., 2004. Evidence for the presence of hepatitis E virus in pigs in the United Kingdom. Vet Rec 154.
2. Bouwknegt, M., Frankena, K., Rutjes, S.A., Wellenberg, G.J., de Roda Husman, A.M., Poel, W.H.M.v.a.n.d.e.r., de Jong, M.C.M., 2008. Estimation of hepatitis E virus transmission among pigs due to contact-exposure. Vet Res 39.
3. Bouwknegt, M., Lodder-Verschoor, F., Poel, W.H.M.v.a.n.d.e.r., Rutjes, S.A., de Roda Husman, A.M., 2007. Hepatitis E virus RNA in commercial porcine livers in The Netherlands. J Food Prot 70.
4. Bouwknegt, M., Rutjes, S.A., Reusken, C.B., Stockhofe-Zurwieden, N., Frankena, K., de Jong, M.C., de Roda Husman, A.M., van der Poel, W.H., 2009. The course of hepatitis E virus infection in pigs after contact-infection and intravenous inoculation. BMC Veterinary Research 5, 1-12.
5. Casas, M., Pujols, J., Rosell, R., de Deus, N., Peralta, B., Pina, S., Casal, J., Martín, M., 2009. Retrospective serological study on hepatitis E infection in pigs from 1985 to 1997 in Spain. Veterinary Microbiology 135, 248-252.
6. Cossaboom, C.M., Córdoba, L., Sanford, B.J., Piñeyro, P., Kenney, S.P., Dryman, B.A., Wang, Y., Meng, X.-J., 2012. Cross-species infection of pigs with a novel rabbit, but not rat, strain of hepatitis E virus isolated in the United States. Journal of General Virology 93, 1687-1695.
7. de Deus, N., Seminati, C., Pina, S., Mateu, E., Martin, M., Segales, J., 2007. Detection of hepatitis E virus in liver, mesenteric lymph node, serum, bile and faeces of naturally infected pigs affected by different pathological conditions. Vet Microbiol 119.
8. Feagins, A.R., Opriessnig, T., Guenette, D.K., Halbur, P.G., Meng, X.J., 2007. Detection and characterization of infectious Hepatitis E virus from commercial pig livers sold in local grocery stores in the USA. J Gen Virol 88.
9. Ha, S.K., Chae, C., 2004. Immunohistochemistry for the detection of swine hepatitis E virus in the liver. J Viral Hepat 11.
10. Halbur, P.G., Kasorndorkbua, C., Gilbert, C., Guenette, D., Potters, M.B., Purcell, R.H., Emerson, S.U., Toth, T.E., Meng, X.J., 2001. Comparative pathogenesis of infection of pigs with hepatitis E viruses recovered from a pig and a human. J Clin Microbiol 39.
11. Hu, W.P., Lu, Y., Precioso, N.A., Chen, H.Y., Howard, T., Anderson, D., Guan, M., 2008. A Double-Antigen Enzyme-Linked Immunosorbent Assay for Detection of Antibodies to Hepatitis E Virus in Human or Swine Sera Clin Vaccine Immunol.
12. Kasorndorkbua, C., Opriessnig, T., Huang, F.F., Guenette, D.K., Thomas, P.J., Meng, X.- J., Halbur, P.G., 2005. Infectious Swine Hepatitis E Virus Is Present in Pig Manure Storage Facilities on United States Farms, but Evidence of Water Contamination Is Lacking. Applied and Environmental Microbiology 71, 7831-7837.
13. Kenney, S.P., Meng, X.-J., 2015. Therapeutic targets for the treatment of hepatitis E virus infection. Expert Opinion on Therapeutic Targets 19, 1245-1260.
14. Leblanc, D., Ward, P., Gagné, M.-J., Poitras, E., Müller, P., Trottier, Y.-L., Simard, C., Houde, A., 2007. Presence of hepatitis E virus in a naturally infected swine herd from nursery to slaughter. International Journal of Food Microbiology 117, 160-166.
15. Meng, X.J., 2003. Swine Hepatitis E Virus: Cross-Species Infection and Risk in Xenotransplantation, In: Salomon, D.R., Wilson, C. (Eds.) Xeno-transplantation. Springer Berlin Heidelberg, Berlin, Heidelberg, pp. 185-216.
16. Meng, X.J., Halbur, P.G., Haynes, J.S., Tsareva, T.S., Bruna, J.D., Royer, R.L., Purcell, R.H., Emerson, S.U., 1998a. Experimental infection of pigs with the newly identified swine hepatitis E virus (swine HEV), but not with human strains of HEV. Archives in Virology 143.
17. Meng, X.J., Halbur, P.G., Shapiro, M.S., Govindarajan, S., Bruna, J.D., Mushahwar, I.K., Purcell, R.H., Emerson, S.U., 1998b. Genetic and experimental evidence for cross-species infection by swine hepatitis E virus. J Virol 72.
18. Meng, X.J., Purcell, R.H., Halbur, P.G., Lehman, J.R., Webb, D.M., Tsareva, T.S., Haynes, J.S., Thacker, B.J., Emerson, S.U., 1997. A novel virus in swine is closely related to the human hepatitis E virus. Proc Natl Acad Sci USA 94.
19. Munné, M.S., Vladimirsky, S., Otegui, L., Castro, R., Brajterman, L., Soto, S., Guarnera, E., Molina, V., Monfellano, M., Schlauder, G.G., González, J.E., 2006. Identification of the first strain of swine hepatitis E virus in South America and prevalence of anti-HEV antibodies in swine in Argentina. Journal of Medical Virology 78, 1579-1583.
20. Saskia, A.R., Willemijn, J.L., Froukje, L.-V., Harold, H.J.L.v.d.B., Harry, V., Erwin, D., Marion, K., Ana Maria de Roda, H., 2009. Sources of Hepatitis E Virus Genotype 3 in the Netherlands. Emerging Infectious Disease journal 15, 381.
21. Takahashi, M., Okamoto, H., 2014. Features of hepatitis E virus infection in humans and animals in Japan. Hepatology Research 44, 43-58.
22. Yoo, D., Willson, P., Pei, Y., Hayes, M.A., Deckert, A., Dewey, C.E., Friendship, R.M., Yoon, Y., Gottschalk, M., Yason, C., Giulivi, A., 2001. Prevalence of Hepatitis E Virus Antibodies in Canadian Swine Herds and Identification of a Novel Variant of Swine Hepatitis E Virus. Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology 8, 1213-1219.
23. Yugo, D.M., Cossaboom, C.M., Meng, X.-J., 2014. Naturally Occurring Animal Models of Human Hepatitis E Virus Infection. ILAR Journal 55, 187-199.