Explorar
Comunidades en español
Anunciar en Engormix

Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman

Publicado: 1 de julio de 2013
Por: de Armas, R., Castillero, A. y Aparicio, N. Centro de Investigaciones de Biotecnologías Agropecuarias, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad de Panamá. Carretera Interamericana, Chiriquí, Provincia de Chiriquí, República de Panamá
Resumen

Con el objetivo de estudiar la influencia de la dilución seminal pre-congelación, sobre los parámetros de viabilidad después de la descongelación, se emplearon dos toros de la raza Simbrah (edades de 24 meses y pesos de 950 a 1000 lbs), a los que se le realizaron extracciones cada cuatro días (obtenidas por electroeyaculación). En las muestras de semen se evaluaron tanto antes, como después de la congelación: concentración, motilidad, vigor, patologías espermáticas y porcentaje de espermatozoides vivos y muertos. Los eyaculados empleados contaban con más de 550 x 106esp./ml, motilidad superior al 65%, porcentaje de patologías menor del 20% y más de 60% de espermatozoides (esp.) vivos. En la congelación del semen se utilizó el diluente comercial Triladyl,  preparándose según las recomendaciones de la casa productora. La dilución se efectuó de acuerdo con los tratamientos a evaluar (T1:12, T2: 24, T3: 48 y T4: 96 x 106esp./ml). Seguidamente el semen se empacó en pajuelas de 0.5 ml y se equilibró entre 4 a 5 ºC, por 2h. Pasado este tiempo, las pajuelas fueron sometidas a congelación. Finalmente se almacenaron en un contenedor de nitrógeno líquido a -196oC, hasta su descongelación (en agua a 35ºC, por 30) y posterior evaluación. Los resultados del análisis de varianza mostraron diferencias estadísticas entre toros y entre tratamientos (p<0.001), para los porcentajes de espermatozoides vivos y muertos post descongelación. A pesar de esto, el comportamiento entre tratamiento mantuvo un patrón de decrecimiento similar en cada extracción y entre ellas. (T1: 50, 44.5 y 36.5%), (T2:44.5, 46 y 38.5%), (T3:43.5, 44.5 y 34%), (T4: 38, 39.5 y 30%). De forma tal, se evidenció, que en la medida que se incrementó el número de espermatozoides por pajuelas, se aumentó el porcentaje de espermatozoides muertos pos-descongelación. En el análisis de comparación de medias de espermatozoides vivos se encontró, que el T1 obtuvo la media más alta, la cual no difirió estadísticamente del T2, ni del T3. Sin embargo si difirieron significativamente del T4, el que obtuvo la media más baja. Estos resultados pudieran deberse a que en la medida que se eleva la cantidad de células, se hace necesario un incremento en la concentración de sustancias crioprotectoras en el medio de congelación (glicerol). Basándonos en estos resultados podemos concluir que al utilizar concentraciones mayores a 96x106 espermatozoides/ml se puede comprometer la calidad final del semen congelado, por lo que recomendamos utilizar concentraciones espermáticas que se encuentren entre 24 y 48x106 esp./ml para la congelación de semen con el diluente Triladyl, para asegurar de un número de células vivas pos descongelación capaces de garantizar una fertilización exitosa.

Introducción

A nivel mundial, existe una creciente necesidad  de adquirir alimentos de origen animal, esto obliga a los productores pecuarios, a utilizar técnicas más eficientes de producción. Con respecto a esto, diversas técnicas han sido implementadas en nuestro país. Desde hace ya varias décadas la inseminación artificial (IA) se ha posicionado como una importante herramienta, al lograr elevar la genética ganadera de nuestro país. Sin embargo nos resulta conveniente mencionar que en la obtención de resultados favorables al momento de implementar un programa de IA se deben tomar en cuenta una serie de factores que garanticen este cometido entre los que podemos mencionar la utilización de un semen de alta calidad, como un factor determinante en el éxito de estos programas. 
No obstante, se conoce que la calidad seminal del eyaculado, determina su empleo para la congelación y su posterior utilización en programas de IA, donde sementales con valores  sub óptimos no pueden ser utilizados para la congelación. En tanto que la evaluación de semen pos descongelación es sin dudas un reflejo en gran mediad de la correcta ejecución de las técnicas de crioconservación (Parks y Graham, 1992, citados por Andrade, 2005). Tal es el caso, que al utilizar una incorrecta concentración seminal, se pueden obtener resultados desfavorables al momento de la descongelación, en cuanto al parámetro de espermatozoides vivos se refiere (Catena et al. 1999).
Algunos autores han reportado la importancia que tienen los diluentes en la conservación de las características fecundantes del semen (Cole y Cupps 1989; y Palma 2008), ya sea si este es  fresco o  congelado. A su vez, afirman que la tasa de dilución del semen debe ser la más adecuada para asegurar la eficiencia del diluente, afirmando que el nivel óptimo de dilución debe estar entre 1/2  y 1/3 del total de la solución. 
Si bien es cierto que todos estos parámetros han sido estudiados en  numerosas investigaciones (Aguirre et al. 1980, Hafez 2002 y Vera  y Muños 2005), aun en el país no se cuentan con datos que se adapten a nuestras condiciones.  Por tales motivos y fundamentándonos en la necesidad de obtener mayor información que nos permita incrementar la efectividad de la técnica de IA, es que realizó esta investigación sobre la influencia causada al emplear diferentes concentraciones espermáticas en las dosis seminales a congelar, sobre los resultados de espermatozoides vivos y muertos al momento de la descongelación.
 
Materiales y Métodos

El Presente estudio se desarrolló en los Laboratorios del Centro de Investigación en Biotecnología Agropecuaria de la Facultad de Ciencias Agropecuarias, de la Universidad de Panamá, en la Sede de Chiriquí.
La unidad experimental estuvo compuesta por 2 toros de la raza Simbrah, con edades de 24 meses y pesos de 950 a 1000 libras.   A los cuales se les realizó 3 extracciones con la ayuda de un electroeyaculador (12V, 150Am).  El intervalo entre cada extracción fue de cuatro días, tratando de evitar  periodos muy cortos entre extracción o  periodos muy prolongados de descanso. A cada muestra obtenida se le realizó un análisis, espermático donde se evaluó: Concentración, motilidad, vigor, patologías espermáticas y porcentaje de espermatozoides vivos y muertos.
Para la estimación de la concentración espermática de cada muestra se empleó el método del hemocitómetro (cámara de Neubaüer). La motilidad fue calculada por un método subjetivo bajo visión microscópica (campo claro y magnificación de 100X), valorando el porcentaje de células con movimiento rectilíneo del total de células estimadas.
El vigor de los espermatozoides se calculó igualmente de manera subjetiva bajo visión microscópica (campo claro y magnificación de 100X), en una escala pre establecida de 5 puntos (donde 5 fue la de mayor vigor de movimiento).
Las patologías espermáticas se determinaron por análisis morfológico después de haber sido teñidos con la técnica de Hancock (P/N HCS-101) y calculado el porcentaje de las mismas. Para determinar el porcentaje de espermatozoides vivos y muertos, se realizó  un conteo de 200 células por muestra. Este conteo se efectuó bajo visión microscópica (campo claro y magnificación de 400X), con el apoyo de la tinción de Hancock (P/N HCS-101), que es específica para determinar morfología y espermatozoides vivos y muertos. 
Solo se emplearon en la investigación aquellos eyaculados con más de 550 x 106  esp/ml, motilidad superior al 65%, vigor de 3 o más, porcentaje de patologías menor del 20% y más de 60% de espermatozoides vivos.
En este experimento se utilizaron dos toros  de la raza Simbrah, con las siguientes características generales en sus eyaculados:
 
Toro 1 (77/6)
Características del semen
  • Concentración: 950 Millones
  • Color: Blanco Marfil
  • Volumen: 10 ml
  • Motilidad Rectilínea: 80%
  • Vigor: 3
  • Vivos y Muertos: 70/30%
  • Patología: 10%
 Toro 2 (72/6)
Características del semen
  • Concentración: 550 Millones
  • Color: Blanco Claro
  • Volumen: 10 ml.
  • Motilidad Rectilínea: 65%
  • Vigor:3
  • Vivos y Muertos:60/40%
  • Patología:15%
Después de tomada y evaluadas las muestras de semen, se preparó el diluente,  a base de Triladyl, con cantidades pre-establecidas de agua bidestilada, Triladyl, y yema de huevo (60, 20 y 20% respectivamente de acuerdo con la casa productora).  El semen después de diluido de acuerdo a los tratamientos a evaluar, se empacaron en pajuelas de 0.5 ml, y se equilibraron a una temperatura entre 4 a 5 ºC, por 2 horas en una refrigeradora. Pasado este tiempo, las pajuelas fueron expuestas a los vapores de nitrógeno a una altura de 5 cm sobre la superficie del nitrógeno líquido, dentro de un contenedor de poliuretano, por 15 minutos. Posteriormente se sumergieron directamente en el  nitrógeno liquido (-196 ºC), para subsiguientemente ser  almacenadas en un contenedor de nitrógeno líquido a -196 ºC hasta su descongelación. Para realizar la descongelación se utilizó un termo con agua a 35ºC, donde las pajillas fueron sumergidas por 30 segundos.
En la siguiente tabla (Tabla No.1) se resumen los esquemas de  tratamiento empleados en el estudio. Se utilizaron 2 toros, a cada toro se les realizó 3 extracciones y por cada extracción se aplicaron 4 tratamientos congelándose 5 pajillas por cada uno de los tratamientos.
Tabla No.1.Toros/extracciones/tratamientos/número de pajillas
Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 1
En la tabla 2 se presenta las diferentes concentraciones  que presentaban los tratamientos y en qué  momentos fueron analizados.
 Tabla No. 2. Concentraciones seminales/Tratamiento
Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 2

FR: Fresco sin diluir
AD: Al Diluir
AE: Al Equilibrar
AL: Al Descongelar
Para el análisis de los resultados se utilizó el siguiente modelo estadístico:
Modelo Estadístico (Factorial)
Yijkµ + Ti + Ci + (TxC)ij + Eijk
Donde: Yijk = % de vivos ó muertos observados en la muestra Kth con la concentración seminal Jth  en cada pajilla de cada toro ith.
µ  = Media poblacional por la media general.
Ti = Efecto del toro ith.
Cj = Efecto de la concentración seminal Jth.
(TxC)ij = Efecto de interacción Toro x concentración seminal. 
Eijk = Error Experimental. 
Los parámetros evaluados fueron número de espermatozoides vivos y muertos en cada etapa del proceso de congelación y número de espermatozoides vivos y muertos al momento de la descongelación en cada tratamiento.

Resultados y Discusión
Como se puede apreciar en la Tabla 3, el análisis de varianza mostró, que se encontraron diferencias estadísticas significativas entre toros y entre tratamientos (p<0.001), para los porcentajes de espermatozoides vivos y muertos post descongelación. A pesar de esto, el comportamiento de cada tratamiento por separado mantuvo un patrón de decrecimiento para esta característica, similar en cada extracción y entre ellas. (T1: 50, 44.5 y 36.5), (T2:44.5, 46 y 38.5), (T3:43.5, 44.5 y 34), (T4: 38, 39.5 y 30). De forma tal, que fue evidente, que en la medida que se incrementó el número de espermatozoides por pajilla a partir de la concentración inicial, se aumentó el porcentaje de espermatozoides muertos pos-descongelación.
 
Tabla No. 3.  Análisis de varianza para la calidad seminal en base al porcentaje de espermatozoides vivos y muertos.
Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 3
C.V.= 13.25%
** = indica diferencia significativa al nivel de probabilidad del 1 %.
Estos resultados a nuestro criterio, pudieran deberse  a que en la medida que se eleva la cantidad de células,  se hace necesario un incremento en la concentración de sustancias crioprotectoras en el medio de congelación (glicerol). Algunos  autores (Parks y Graham, 1992, citados por Andrade, 2005), coinciden en que  la deshidratación osmótica, más que la formación de hielo intra-celular, es la principal causa de las alteraciones ultraestructurales de la membrana, en donde una de sus consecuencias es la pérdida de la selectividad. Basados en este principio en donde todas las células muertas pierden dicha capacidad, permitirán el acceso de las sustancias crioprotectoras en los espermatozoides muertos (glicerol, proteínas y buffers). De tal forma reducen su disponibilidad para las células vivas que en realidad lo requieren. Esto concuerda con lo expuesto por otros autores, cuando aducen que los efectos dañinos del choque térmico pueden ser reducidos a través de un enfriamiento controlado entre los intervalos críticos de cambios de temperatura, por medio de la adición de lípidos (yema de huevo) o proteínas (leche) en el diluyente de semen. (Cole y Cups 1975 y Palma 2008).
Según Cole y  Cupps (1975), la concentración óptima que confiere una buena habilidad de sobrevivir de los espermatozoides es de 11% para leche descremada ó de 7 a 9.5% para yema de huevo. 
 Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 4
Tabla No.4.  Medias de los porcentajes de espermatozoides vivos por tratamiento post- descongelación.
(+) = Las medias seguidas por letras diferentes difieren entre si, de acuerdo con la prueba de Tukey.
 
En el análisis de comparación de medias del porcentaje de espermatozoides vivos se observo, que el tratamiento T1 mostró la media más alta, la cual no difirió significativamente del T2 ni del T3. Sin embargo estos si difirieron significativamente de los resultados logrados en el T4, ya que este expresó una media de espermatozoides vivos post descongelación mucho más baja. Esto corrobora lo anteriormente planteado en la tabla 9, en donde se encontró que en la medida que se eleva la cantidad de células,  se hace necesario un incremento en la concentración de sustancias crioprotectoras en el medio de congelación, para lograr una adecuada deshidratación celular y prevenir los daños celulares por formación de cristales de hielo y choques osmóticos  de acuerdo a lo planteado por diferentes autores.  (Cueto 1993 y Cole y Cupps 1989).
En los tratamientos T1 y T2, encontramos que las medias porcentuales de espermatozoides vivos post descongelación fueron las más altas y similares entre si, por estas razones podemos deducir que los resultados obtenidos son a  consecuencia de una mayor disponibilidad de glicerol en la solución del diluente.  En estos tratamientos se encontraban las concentraciones espermáticas iníciales más bajas (12 millones/ml y 24 millones/ml, respectivamente), el T3 no difirió de significativamente del T1 ni del T2. Mientras que en el T4, se demostró que al existir una menor disponibilidad de glicerol por cada célula se pueden obtener resultados desfavorables en lo que a espermatozoides vivos pos descongelación se trata. 
Vera y Muños (2005) aseguran que la concentración final de espermatozoides por dosis puede variar según el centro de inseminación y de acuerdo con la fertilidad del semen de cada toro, a su vez recomiendan un mínimo de 10 a 12 millones de espermatozoides móviles por dosis, después de la descongelación, lo que implica calcular entre 40 y 50 millones de espermatozoides móviles por ml, precongelación. Habitualmente se utilizan 30 millones de espermatozoides por dosis de 0,5 ml de semen diluido. 
Por su parte Palma (2008), encontró que al parecer, en la inseminación de yeguas es más importante la concentración seminal que el volumen y que al inseminar con concentraciones bajas y volúmenes altos se disminuía los  índices de recolección de embriones. 
Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 5
 Gráfica No.1. Resultados porcentuales de espermatozoides vivos por extracción en cada toro
Según se aprecia en la gráfica 1, los resultados de espermatozoides vivos recién extraídos aumentaron en el toro 2 en la medida que se avanzó en el número de  las extracciones de semen, esto concuerda con lo expuesto por algunos autores donde expresan que se logra disminuir los espermatozoides muertos acumulados en el epidídimo en toros normales con un incremento en la actividad sexual y se evidenció una diferencia individual entre los toros empleados en el estudio. El toro 1 presentó una leve disminución en el número de espermatozoides vivos  pre- dilución.
El intervalo de colección de semen es de importancia debido a que una alta frecuencia puede afectar la concentración espermática y la madurez de los espermatozoides; por el contrario una baja frecuencia de colección puede afectar la motilidad espermática y su vitalidad según Vera y Muños (2005).
Por su parte otros autores comentan que el volumen y la concentración espermática están relacionados a la frecuencia de extracción, Palma, (2008) y esta a su vez se realiza en dependencia de la libido, condición corporal y temperamento del macho (Cueto, 1993).
Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 6
Gráfica No.2. Comparación de medias porcentuales para espermatozoides vivos en cada tratamiento pos-descongelación.
La gráfica 2 muestra que el T1 presentó el porcentaje más alto de espermatozoides vivos post descongelación (43.67 %), mientras que el T2 y el T3 obtuvieron porcentajes muy similares al T1 aunque ligeramente menores (43.0 y 40.67 respectivamente). Sin embargo  en el T4 se observa una disminución notable en el porcentaje de sobrevivencia de las células (35.83%), lo cual se puede corresponder con la baja en la disponibilidad de agentes criopreservantes.
Las normas o estándares de calidad aceptados para el semen bovino comercial congelado en evaluación, son del 70 por ciento de células viables o células aptas para alcanzar el óvulo, (Catena et al. 1999). La concentración óptima para una determinada especie representa siempre un compromiso entre los efectos protectores y los efectos tóxicos, también parece ser que después del tratamiento con glicerol el espermatozoide desarrolla una dependencia al mismo, y que en su ausencia se reduce la capacidad de penetración al ovocito (Jeyendran et al. 1985; citados por  Andrade, 2005).
Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 7 
Grafica No. 3. Comparación de de porcentajes de espermatozoides vivos post-descongelación entre cada toro
En la gráfica 3 se aprecia claramente que el toro 1 presentó medias porcentuales por encima del toro 2 en cuanto a espermatozoides vivos, post descongelación, sin embargo, los resultados del toro 2, no muestran una diferencia muy amplia con respecto al toro 1. Esto guarda semejanza con lo expuesto por Hidalgo (2005), cuando comenta que existe una gran variabilidad  entre la concentración de un eyaculado a otro, y de un toro a otro, siendo importante conocer el número de espermatozoides por eyaculado. Thomas et al (1998) hace referencia a la importancia que tiene la evaluación de las características reproductiva para determinar el potencial de un toro en comparación con otro. También menciona, que para lograr realizar estas predicciones se utilizan varios criterios individuales tales como, desarrollo testicular, lívido, capacidad de montar las hembras y ciertas características del semen.
Gadea (2004), planteó que de manera tradicional los machos han sido clasificados como “buenos congeladores” o “malos congeladores” y que recientemente se han encontrados las posibles causas de esta variabilidad, de manera que la única solución viable es la de optimizar los procesos de congelación para reducir al máximo la variabilidad y descartar aquellos machos realmente malos congeladores.
Cole y Cupps (1989),  comentan que las diferencias en la habilidad para la congelación de los espermatozoides entre toros son obvias de forma individual, y que la habilidad para la congelación de semen, es afectada por varios factores como son el clima, dieta, nivel de producción y  la edad del toro, afirmando que los machos que están entre 1 a 1.5 años es baja, mientras que en animales de 2 o más años empieza a ser  alta y ésta decae en animales de más de 6 años. Por su parte Glauber (1990), asegura que ciertos factores como el manejo nutricional, líneas genéticas, edad, raza y peso corporal pueden afectar el tamaño testicular y por ende la capacidad reproductiva propia del animal. 
Johnson (1985), citado por Gadea (2004), menciona en que existen grandes diferencias en la capacidad de congelación en los espermatozoides de machos diferentes, en donde se ven afectado tanto la viabilidad espermática como la fertilidad in vivo de los espermatozoides tras la manipulación  y los procesos de congelación. 
Cabe mencionar que los toros que conformaban la unidad experimental eran machos jóvenes que se encontraban en condiciones similares de manejo y hasta el momento  no habían sido utilizados ni en monta natural ni en programas de inseminación artificial

 

Influencia de la concentración seminal pre congelación, sobre la viabilidad espermática post descongelación en toros de la raza Simbra (5/8 Simmental x 8/8 Brahman - Image 8

Gráfica No. 4. Comportamiento del Porcentaje de Espermatozoides Vivos en 3 Etapas 

Diferentes  de la Congelación.
 
La gráfica 4 nos expone la manera en que disminuyó el número de espermatozoides vivos, durante las diferentes etapas del procesos de congelación (al diluir, al equilibrar y al descongelar), de esta manera se pudo establecer que a medida que se avanzó en el proceso, el número de espermatozoides muertos aumento,  estos resultados concuerdan con lo expuesto por Palma (2008), cuando declara que los espermatozoides críopreservados sufren una gran sobrecarga asociada a la congelación/descongelación. Esta sobre carga se encuentra relacionada con los cambios de temperatura, la formación de hielo y sus consecuencias. La mayoría de las alteraciones de la estructura de la membrana son consecuencias del choque térmico, deshidratación, toxicidad de las sales, formación de hielo intracelular, fluctuaciones del volumen, superficie celular o alteraciones del equilibrio metabólico. 
Por su parte Andrade (2005), comenta que la reducción de la temperatura por debajo de los 37oC y principalmente, de los 20oC, induce una serie de alteraciones de naturaleza biofísica en el espermatozoide, a su vez nos menciona que en el enfriamiento por debajo de los 0 oC, se produce una cadena de procesos nocivos para la célula, que se acentúa  entre los -15 y -60 oC. Estas alteraciones en los espermatozoides son consecuencias de lo estresante que son algunas fases del proceso de congelación, como es el caso de la refrigeración y la congelación (Watson et al 1992).
 
Conclusiones y recomendaciones
Apoyándonos en los resultados obtenidos en nuestra investigación podemos concluir que:
• Al utilizar concentraciones mayores a 96x106 espermatozoides/ml se puede comprometer la calidad final del semen congelado, pudiéndose obtener porcentajes de espermatozoides vivos pos-descongelación por debajo del 30%.
• Las concentraciones espermáticas que se encontraron entre 24 millones y 48 millones  espermatozoides/ml, evidenciaron un mayor porcentaje de células vivas pos descongelación  para semen congelado. 
 
En tal sentido recomendamos:
• Utilizar concentraciones espermáticas que se encuentren entre 24x106 y 48x106 espermatozoides/ml para semen congelado con el diluente Triladyl, ya que en este rango de concentraciones se puede asegurar la presencia de un número aceptable de células vivas pos descongelación, las cuales garantizan una fertilización exitosa .
• Realizar más investigaciones sobre el efecto de la concentración seminal inicial  y su efecto en los parámetros de vigor y motilidad pos descongelación. 
 
Bibliografía
 
Aguirre M, M.C.; Anderson, S.; Huertas Vega, E. 1980. Factores que intervienen en el procesamiento del semen bovino durante su congelación. Información Express. Genética y Reproducción. 4(6): 22-24.
 
Andrade A. 2005. Influencia en la Calidad Espermática de la Adición de Distintas Concentraciones de Crioprotectores para la Conservación del Semen Canino. (En línea). Universidad Complutense de Madrid. Consultado el 20 de junio del 2009. Disponible en: http://eprints.ucm.es/tesis/vet/ucm-t28575.pdf 
Catena, M. 1999. Evaluación del semen bovino congelado. (En línea). Tandil, Argentina. Consultado el 23 de agosto de 2008. Disponible en: http://www.vet-uy.com/articulo/bovino/150/0127/bov127.htm
 
Cole, H. H.y Cupps, P. T. Reproducción de los animales domésticos. Ed. Acribia, S.A. Zaragoza, España. 1989; p.551.
 
Cole H; y Cupps, P. 1975. Reproducción de los Animales Domésticos. Editorial ACRIBIA. Zaragoza, España. 345 Pág. 
 
Cueto, M. 1993.  Procesamiento y conservación del semen ovino. (En línea). Consultado el 13 de septiembre del 2008. Disponible en: http://www.INTA.org/08-obtencion-semen.pdf.
Gadea J. 2004. El Uso de Semen Porcino Congelado. Mundo Ganadero. (En línea). Depto. Fisiología, Fac. de Veterinaria, Universidad de Murcia, España. Disponible en http://www.produccionbovina.com/produccion_porcina/64-semen_congelado.pdf
Glauber  C. E (1990). Med. Vet., Depto. De Zootecnia, Fac. Agronomía; U.B.A. El Toro en el Rodeo de Cría: Aporte a la Eficiencia Reproductiva y Propuesta para su Evaluación. Producción Bovina de   carne.  Argentina. Vol 70. Pp 690 – 698. Disponible en: http: //WWW. Producción bovina.com /información_ técnica /cría _toros /  18-evaluacion_toro.htm.                 
 
Hafez, E.S.E. Reproducción e Inseminación Artificial en Animales. Ed. Mcgaw Hill, Mexico. 2002. p. 927.
 
Hidalgo, C. 2005. Análisis del semen bovino. (En línea). Consultado el 22 de septiembre del 2008. Disponible en: http://www.serida.org/publicacionesdetalle.php?id=01495
 
Palma G.A. 2008.  Biotecnología de la Reproducción. 2a Ed. Córdoba, Argentina. Mar del Plata. 669 p.
 
Thomas CA, Garner DL, DeJarnette JM, Marshall CE. 1998. Effect of cryopreservation on bovine sperm organelle function and viability as determined by flow cytometry. Biol Reprod; 58:786–93.
 
Vera, M.O & Muños G. 2005. Como mejorara la colección, manejo y calidad microbiológica del semen. (En línea). Manual de ganadería doble propósito. Consultado el 9 de septiembre del 2010. Disponible en: http://www.avpa.ula.ve/docuPDFs/libros_online/manualganaderia/seccion6/articu19-s6.pdf
Watson P. F., Critser J. K., Mazur P. 1992. Sperm preservation: fundamental cryobiology and practical implications. In: Templeton AA, Drife JO. (Editors). Infertility. Springer, London. P 102-114.
Temas relacionados
Autores:
Reinaldo de Armas
Universidad de Panamá
Seguir
Únete para poder comentar.
Una vez que te unas a Engormix, podrás participar en todos los contenidos y foros.
* Dato obligatorio
¿Quieres comentar sobre otro tema? Crea una nueva publicación para dialogar con expertos de la comunidad.
Crear una publicación
Benjamin Castilla Flores
7 de febrero de 2014
Hola Dr; He trabajado 20 años congelando semen bovino, por lo que me parece Muy interesante su investigación, nos conocimos en el CIMA, nos hizo favor de recibir en su casa lo cual hasta hoy recordamos muy agradecidos, reciba un cordial saludo de Chiapas Mexico. Estoy a sus ordenes en esta dirección de correo, no se si aun nos recuerda. saludos tambien a su linda familia. afectuosamente. castillafb@yahoo.com MVZ Benjamin Castilla Flores
Miguel Aguilar
15 de julio de 2013
Me parece un trabajo muy interesante y de utilidad para los profesionales que congelamos semen en fincas. Sobre todo aclara algunas dudas que teniamos al respecto.Cracias Colega.
Reinaldo de Armas
Universidad de Panamá
6 de julio de 2013
Estimado Isaias Puedes contactarme a mi e-mail (drdearmas@gmail.com), para informarle de posibilidades en nuestra Facultad de Cursos en Biotecnologías Reproductivas. Nosotros tuvimos la posibilidad de entrenar a varios Nicaraguenses que actualmente están en USA. Tambien estuvimos en Managua hace ya unos cuantos años instalando un Centro de IA y Transferencia de Embriones donado por la ONU (se llamaba ENIRA, Emresa Nicaraguense de Inseminación Artificial), que según me han contado ya no existe.
Isaias Rostran
6 de julio de 2013
Hola amigo;Reynaldo,aunque no me enfoque en el tema quisiera saber que posibilidades hay en panama de pasar el curso de biotecnologia de la reproduccion bovino(embriones,conservacion,tansferencia,coleccion de ovocitos produccion in vitro etc) ya que en mi pais a nadie le interesa ni existen estos cursos,en espera de su repuesta le saluda Isaias Rostran
Martín Urbizu
3 de julio de 2013
FELICITACIONES POR EL ARTICULO DR. REINALDO .SALUDOS DESDE ARGENTINA
Oscar Eduardo Lagos Serrato
Staca
2 de julio de 2013
muy interesante trabajo, se aplica toda la teoría y se puede dar respuesta a muchas inquietudes e inconsistencia con los procesos de la inseminación artificial, esta es una herramienta que nos hace mas eficientes en nuestro procesos y aun mas eficaces en los resultados en reproduccion. felicidades Dr Reinaldo
Súmate a Engormix y forma parte de la red social agropecuaria más grande del mundo.
Iniciar sesiónRegistrate