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Encuesta serológica de la infección con neumovirus en granjas avícolas comerciales en Arabia Saudita

Publicado: 20 de octubre de 2011
Por: AN Alkhalaf - Department of Veterinary Medicine, College of Agriculture and Veterinary Medicine, Qassim University, P. O. Box 1482 Buraydah Saudi Arabia
Resumen

El metapneumovirus aviar (AMPV), anteriormente llamado pneumovirus aviar (APV), es el agente etiológico de la rinotraqueitis del pavo (TRT) y del síndrome de cabeza hinchada (SHS) en pavos y pollos, respectivamente. Este virus causa enfermedades respiratorias en aves jóvenes y una caída en la producción de huevos en planteles de reproductoras. Estos signos clínicos han sido observados en diferentes países y se le ha dado diferentes nombres a esta enfermedad, lo que refleja la complejidad de la etiología cuando se asocia con otros agentes patógenos. Pruebas serológicas como la prueba por inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA) y la prueba de virus- neutralización (VN) son los métodos comúnmente utilizados para diagnosticar la infección por APV. Por lo tanto, se realizó un estudio para detectar la presencia de anticuerpos de APV en granjas avícola comerciales utilizando ELISA y VN en Arabia Saudita. Se tomaron ochenta y siete muestras de suero de aves de diferentes edades (desde un día a 62 semanas de la edad), provenientes de varias granjas avícolas comerciales en el área de Al-Qassium, Arabia Saudita entre 2007 y 2008. Sólo se detectaron anticuerpos contra APV en el 50% de las muestras (8 de 16), tanto por ELISA como por VN, en granjas con edades de 11 - 18 semanas. Las muestras positivas fueron 8/87 (9,2%) de todas las muestras revisadas. En conclusión, este estudio indica la presencia de anticuerpos contra APV entre 11 y 18 semanas de vida en granjas avícola comerciales de Arabia Saudita.
Palabras Clave: Pneumovirus aviar, ELISA, Virus-neutralización, Pollos.

Introducción
El metapneumovirus aviar (AMPV), anteriormente llamado pneumovirus aviar (APV, por sus siglas en inglés) (N. del T. en castellano comúnmente se denomina neumovirus aviar) es el agente causal de la rinotraqueítis del pavo (TRT) y del síndrome de cabeza hinchada (SHS) en pavos y pollos, respectivamente (Buys et al., 1989). Este virus pertenece a la familia Paramyxoviridae que incluye dos subfamilias (la Paramyxovirinae y la Pneumovirinae (Regenmortel et al., 2000). El primer aislamiento de neumovirus aviar ocurrió en Sudáfrica en 1979 (Buys et al., 1989) y después se le detectó en otros países del mundo (Alexander, 1997). Se ha identificado un serotipo de neumovirus aviar, dentro del cual se han designado tres subgrupos (A, B y C) con base en sus diferencias moleculares y antigénicas (Cook et al., 1999; Harlow y Lane, 1988; Seal, 2000).
Se sabe que los pavos y los pollos de cualquier edad son hospederos naturales del neumovirus aviar, causando enfermedades respiratorias en aves jóvenes y bajas en la producción de huevo en las parvadas de reproductoras (Alexander, 1997; Cook et al., 1999; Jones et al., 1988). Aun cuando los pavos de todas las edades son susceptibles al neumovirus aviar, la severidad de la enfermedad es variable. Alexander (1997) informó que la enfermedad fue más severa en pavipollos de un día que en pavos de 6 semanas de edad. La enfermedad clínica se caracteriza por descarga nasal y ocular, inflamación de los senos infraorbitarios y estornudo (Jones et al., 1986; McDougall y Cook, 1986, Wyeth et al., 1986). Estos signos clínicos se han observado en diferentes países, en los que la enfermedad ha recibido diferentes nombres, aunque similares, lo cual refleja la complejidad de la etiología, en presencia de infecciones secundarias. Las pruebas serológicas como el ensayo de inmunoabsorción ligado a enzimas (ELISA) y la prueba de virus- neutralización (VN) son los métodos que se emplean más comúnmente para el diagnóstico de la infección con neumovirus aviar. La prueba de virus-neutralización se realiza utilizando diversos sistemas, incluyendo cultivos de órgano traqueal (TOC), fibroblastos de embrión de pollo (CEF) o células. Aun cuando las pruebas de ELISA y virus-neutralización tienen sensibilidad similar (Cook et al., 1999), la prueba de ELISA es la más popular (Chettle y Wyeth, 1988; Eterradossi et al., 1995, O'Loan et al., 1989). En virtud de lo anterior, realizamos una encuesta serológica para detectar anticuerpos contra el neumovirus aviar (APV) en granjas avícolas comerciales de Arabia Saudita, utilizando las pruebas de ELISA y virus-neutralización.
Material y Métodos

Muestras
Se recolectaron 87 muestras de suero de diferentes granjas avícolas comerciales en el área de Qassium, Arabia Saudita, en el período de 2007 a 2008. Las aves donadoras de las muestras presentaban síntomas respiratorios y el rango de edades fue de un día a 62 semanas.
Preparación del Antígeno para ELISA
La preparación del antígeno para la prueba de ELISA fue similar a la descrita por Chettle y Wyeth (1988), con algunas modificaciones. En pocas palabras, se tomó el sobrenadante de células Vero infectadas y se centrifugó a 100,000x g durante tres horas, a 4°C (ultracentrífuga Beckman L7-55, rotor SW 41, Palo Alto, CA, EE.UU.). El sedimento se resuspendió en solución salina fosfatada amortiguada (PBS) (pH 7.2) y se colocó en un gradiente de sucrosa (35 y 55%) y se centrifugó a 100,000x g durante tres horas a 4ºC. El virus se cosechó de la interfase de sucrosa y se diluyó con PBS (pH 7.2) y se centrifugó a 100,000x g por tres horas a 4ºC. La concentración de la proteína viral se determinó mediante electrofotometría a longitudes de onda de 260 y 280 nm (Harlow y Lane, 1988). Un testigo negativo de células Vero se trató de la misma manera indicada ya. Los procedimientos de ELISA se realizaron según la descripción de O'Loan et al. (1989). Se prepararon sueros testigos positivos en pavos libres de patógenos específicos (SPF) que se inocularon con el virus inactivado.
Prueba de Virus-Neutralización (VN)
El procedimiento para la prueba de virus-neutralización descrito por O'Loan et al. (1989) se utilizó, con algunas modificaciones, de la siguiente manera: Las muestras de suero se sometieron a diluciones dobles seriadas en un medio para cultivo de tejidos libre de suero (MEM) comenzando con 1:10 y hasta 1:1,280. Se agregó un volumen de 50 ml que contenía 100 dosis infectantes para el cultivo de tejidos 50% (DICT50) de neumovirus aviar (Minnesota/turkey/2a/97) en un volumen igual a cada dilución del suero, contenido en placas estériles de fondo plano de 96 concavidades (Corning Incorporated, Corning, NY, EE.UU.). Se transfirió un volumen de 50 ml de la mezcla virus-suero de cada dilución y por duplicado a monoestratos de células Vero contenidas en placas de fondo plano de 96 concavidades. Las células se incubaron a 37ºC durante 5 a 6 días y se revisaron cada día en busca del efecto citopático (CPE), consistente en la formación de grande sincicios y células redondeadas.
Resultados y Discusión
Se sabe que los pavos y los pollos de cualquier edad son hospederos naturales del neumovirus aviar, el cual causa enfermedades respiratorias en las aves jóvenes y caídas en la producción de huevo en las parvadas de reproductoras (Alexander, 1997; Cook et al., 1999; Jones et al., 1988). Aun cuando los pavos de todas las edades son susceptibles al virus, la severidad de la enfermedad es variable. Las más utilizadas para el diagnóstico son las pruebas serológicas de ELISA y virus-neutralización. Baxter-Jones et al. (1989) informaron sobre la detección de anticuerpos específicos cinco días después de haber aparecido los signos clínicos, utilizando la prueba de virus-neutralización en fibroblastos de embrión de pollo, pero el título de anticuerpos se redujo posteriormente, hacia los 13 días después de la aparición de los signos clínicos.
En el presente estudio, los resultados de la encuesta serológica sobre neumovirus aviar en granjas avícolas comerciales de diferentes edades, utilizando las pruebas de ELISA y virus-neutralización se resumen en el Cuadro 1. Se observó la detección de anticuerpos en el 50% (8/16) de las muestras de suero analizada mediante ELISA y virus-neutralización, recolectadas en pollos de 11 a 18 semanas de edad. No se detectaron anticuerpos en aves más jóvenes ni de mayor edad. Este resultado discrepa del reportado por Alexander (1997), quien encontró mayor severidad de la enfermedad en pollos de un día que en los de 6 semanas de edad.
Conclusión
El presente estudio indica la presencia de anticuerpos específicos contra el neumovirus aviar en granjas avícolas comerciales de Arabia Saudita, de 11 a 18 semanas de edad.
Cuadro 1: Encuesta serológica sobre neumovirus aviar (APV) en muestras de suero recolectadas en granjas comerciales de Arabia Saudita utilizando las pruebas de virus-neutralización (VN) y ELISA
Edad
Número de Muestras
Muestras Positivas (%)
VN
ELISA
1 - 12 días de edad
15
0
0
19 - 35 días de edad
27
0
0
11 - 18 semanas de edad
16
8 (50%)
8 (50%)
25 - 35 semanas de edad
13
0
0
45 - 62 semanas de edad
16
0
0
TOTAL
87
8 (9.2%)
8 (9.2%)
ELISA: Ensayo de inmunoabsorción ligado a enzimas.
Referencias
Alexander DJ. 1997. Newcastle Disease and other avian paramyxoviridae infections. In: diseases of poultry, 10th ed. Calnek BW, Barnes HJ, Beard CW, McDougald LR, Saif YM (eds). Iowa state University press, Ames, Iowa. Pp. 541-569.
Baxter-Jones C, Grant M, Jones RC, Wilding GP. 1989. A comparison of three methods for detecting antibodies to turkey rhinotracheitis virus. Avian Pathol. 18: 91-98.
Buys SB, Preez JH, Els HJ. 1989. The isolation and attenuation of a virus causing rhinotracheitis in turkeys in South Africa. Onderstepoort J. Vet. Res. 56: 87-98.
Chettle NJ & Wyeth PJ. 1988. Turkey rhinotracheitis: detection of antibodies using an ELISA test. Br. Vet. Journal 144: 282-287.
Cook JKA, Huggins MB, Orbell SJ, Senne DA. 1999. Preliminary antigenic characterization of an avian pneumovirus isolated from commercial turkeys in Colorado, USA. Avian Pathol. 28: 607-617.
Eterradossi N, Toquin D, Guittet M, Bennejean G. 1995. Evaluation of different turkey rhinotracheitis viruses used as antigens for serological testing following live vaccination and challenge. J. Vet. Med. Series B. 42: 175-186.
Harlow E & Lane D. 1988. Antibodies: A laboratory manual. Cold Spring Harbor, N.Y. Cold Spring Harbor laboratory. Pp. 673.
Jones RC, Baxter-Jones C, Wilding GP, Kelly DF. 1986. Demonstration of a candidate virus for turkey rhinotracheitis in experimental inoculated turkeys. Vet. Rec. 199:599-600.
Jones RC, Williams RA, Baxter-Jones C, Savage CE, Wilding GP. 1988. Experimental infection of laying turkey with rhinotracheitis virus: distribution of virus in the tissues and serological response. Avian Pathol. 17: 841-850.
McDougall JS & Cook JKA. 1986. Turkey rhinotracheitis: preliminary investigation. Vet. Rec. 119: 206-207.
O'Loan CJ, Allan G, Baxter-Jones C, McNulty MS. 1989. An improved ELISA and serum neutralisation test for the detection of turkey rhinotracheitis virus antibodies. J. Virology methods. 25: 271-282.
Regenmortel MHV, Fauquet CM, Bishop DHL, Carstens EB, Estes MK, Lemon SM, Maniloff J, Mayo MA, McGeoch DJ, Pringle CR, Wickner RB. 2000. Virus Taxonomy classification and nomenclature of viruses, seventh report of the international committee on taxonomy of viruses. Pp. 549-561.
Seal BS. 2000. Avian pneumovirus and emergence of a new type in the United satiates of America. Animal Health Research Reviews 1(1): 67-72.
Wyeth PJ, Gough RE, Chettle NJ, Eddy R. 1986. Preliminary observation on a virus associated with turkey rhinotracheitis. Vet. Rec. 119: 139.
 
 
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